Kiitos käynnistäsi Nature.com-sivustolla. Käyttämäsi selainversio tukee CSS:ää rajoitetusti. Parhaan käyttökokemuksen saavuttamiseksi suosittelemme käyttämään päivitettyä selainta (tai poistamaan yhteensopivuustilan käytöstä Internet Explorerissa). Sillä välin tuen jatkuvuuden varmistamiseksi renderöimme sivuston ilman tyylejä ja JavaScriptiä.
Hallitsematon verenvuoto on yksi johtavista kuolinsyistä. Nopean hemostaasin saavuttaminen varmistaa kohteen selviytymisen ensiapuna taisteluissa, liikenneonnettomuuksissa ja kuolemantapauksia vähentävissä operaatioissa. Yksinkertaisesta hemostaattisesta kalvonmuodostavasta koostumuksesta (HFFC) johdettu nanohuokoinen kuituvahvisteinen komposiittirakenne (NFRCS) jatkuvana faasina voi laukaista ja tehostaa hemostaasia. NFRCS:n kehitys perustuu sudenkorennon siiven suunnitteluun. Sudenkorennon siipirakenne koostuu poikittaisista ja pitkittäisistä siivistä, ja siipikalvot on yhdistetty toisiinsa mikrorakenteen eheyden säilyttämiseksi. HFFC päällystää kuidun pinnan tasaisesti nanometrin paksuisella kalvolla ja yhdistää satunnaisesti jakautuneen puuvillan paksuuden (Ct) (dispersiofaasi) muodostaen nanohuokoisen rakenteen. Jatkuvan ja dispersiofaasin yhdistelmä alentaa tuotteen hintaa kymmenkertaisesti kaupallisesti saatavilla oleviin tuotteisiin verrattuna. Modifioituja NFRCS:iä (tamponeja tai rannekkeita) voidaan käyttää useissa biolääketieteellisissä sovelluksissa. In vivo -tutkimukset ovat osoittaneet, että kehitetty Cp NFRCS laukaisee ja tehostaa hyytymisprosessia käyttökohdassa. NFRCS voi moduloida mikroympäristöä ja toimia solutasolla nanohuokoisen rakenteensa ansiosta, mikä johtaa parempaan haavan paranemiseen leikkaushaavamallissa.
Hallitsematon verenvuoto taisteluissa, leikkauksen aikana ja hätätilanteissa voi aiheuttaa vakavan uhan haavoittuneiden hengelle1. Nämä tilat johtavat edelleen perifeerisen verisuonten vastuksen yleiseen lisääntymiseen, mikä johtaa verenvuotoiseen sokkiin. Asianmukaiset toimenpiteet verenvuodon hallitsemiseksi leikkauksen aikana ja sen jälkeen katsotaan mahdollisesti hengenvaarallisiksi2,3. Suurten verisuonten vaurioituminen johtaa massiiviseen verenhukkaan, minkä seurauksena kuolleisuus on taisteluissa ≤ 50 % ja leikkauksen aikana 31 %1. Massiivinen verenhukka johtaa ruumiintilavuuden pienenemiseen, mikä puolestaan ​​vähentää sydämen minuuttitilavuutta. Perifeerisen verisuonten kokonaisvastuksen lisääntyminen ja mikrokiertoelimien etenevä heikkeneminen johtavat hypoksiaan elämää ylläpitävissä elimissä. Verenvuotoinen sokki voi ilmetä, jos tila jatkuu ilman tehokasta interventiota1,4,5. Muita komplikaatioita ovat hypotermian ja metabolisen asidoosin eteneminen sekä hyytymishäiriö, joka estää hyytymisprosessia. Vaikea verenvuotoinen sokki liittyy suurempaan kuolemanriskiin6,7,8. Asteen III (progressiivisessa) sokissa verensiirto on välttämätön potilaan selviytymisen kannalta leikkauksen aikaisen ja sen jälkeisen sairastuvuuden ja kuolleisuuden aikana. Kaikkien edellä mainittujen hengenvaarallisten tilanteiden voittamiseksi olemme kehittäneet nanohuokoisen kuituvahvisteisen komposiittirakenteen (NFRCS), jossa käytetään minimaalista polymeeripitoisuutta (0,5 %) vesiliukoisten hemostaattisten polymeerien yhdistelmällä.
Kuitulujitteiden avulla voidaan kehittää kustannustehokkaita tuotteita. Satunnaisesti järjestyneet kuidut muistuttavat sudenkorennon siiven rakennetta, jota tasapainottavat siipien vaakasuorat ja pystysuorat raidat. Siiven poikittaiset ja pitkittäiset suonet ovat yhteydessä siipikalvoon (kuva 1). NFRCS koostuu vahvistetusta Ct:stä ​​tukirakenteena, jolla on parempi fyysinen ja mekaaninen lujuus (kuva 1). Edullisuuden ja ammattitaidon vuoksi kirurgit käyttävät mieluummin puuvillalankapaketteja (Ct) leikkausten ja sidosten aikana. Näin ollen, ottaen huomioon sen useat hyödyt, mukaan lukien yli 90 % kiteistä selluloosaa (joka lisää hemostaattista aktiivisuutta), Ct:tä käytettiin NFRCS9,10:n luustojärjestelmänä. Näin ollen, ottaen huomioon sen useat hyödyt, mukaan lukien yli 90 % kiteistä selluloosaa (joka lisää hemostaattista aktiivisuutta), Ct:tä käytettiin NFRCS9,10:n luustojärjestelmänä. Следовательно, учитывая его многочисленные преимущества, в том числе > 90 % кристаллической целлютнишвуовуеющесты гемостатической активности), Ct использовали в качестве скелетной системы NFRCS9,10. Siksi, ottaen huomioon sen monet hyödyt, mukaan lukien yli 90 % kiteistä selluloosaa (joka osallistuu lisääntyneeseen hemostaattiseen aktiivisuuteen), Ct:tä käytettiin NFRCS-luustojärjestelmän testinä9,10.因此，考虑到它的多重益处，包括> 90 % 的结晶纤维素（有助于增强止觀滞强止觀洠被用作NFRCS9,10 的骨架系统.因此，考虑到它的多重益处，包括> 90 %Siksi, ottaen huomioon sen monet edut, mukaan lukien yli 90 % kiteistä selluloosaa (auttaa tehostamaan hemostaattista aktiivisuutta), Ct:tä käytettiin NFRCS9,10:n tukirankana.Ct päällystettiin pinnalta (havaittiin nanopaksujen kalvojen muodostumista) ja yhdistettiin hemostaattiseen kalvonmuodostavaan koostumukseen (HFFC). HFFC toimii kuin matrigeli, pitäen satunnaisesti sijoitettua Ct:tä koossa. Kehitetty rakenne siirtää jännitystä dispersiofaasissa (lujitekuidut). On vaikea saada aikaan nanohuokoisia rakenteita, joilla on hyvä mekaaninen lujuus, käyttämällä minimaalisia polymeeripitoisuuksia. Lisäksi ei ole helppoa räätälöidä erilaisia ​​muotteja erilaisiin biolääketieteellisiin sovelluksiin.
Kuvassa on kaavio sudenkorennon siipirakenteeseen perustuvasta NFRCS-suunnittelusta (A). Kuvassa on vertaileva analogia sudenkorennon siipirakenteesta (siiven leikkaavat ja pitkittäiset suonet ovat yhteydessä toisiinsa) ja poikkileikkausmikrovalokuva Cp NFRCS:stä (B). Kaavamainen esitys NFRCS:stä.
NFRC-yhdisteet kehitettiin käyttämällä HFFC:tä jatkuvana faasina edellä mainittujen rajoitusten ratkaisemiseksi. HFFC koostuu useista kalvon muodostavista hemostaattisista polymeereistä, mukaan lukien kitosaani (pääasiallisena hemostaattisena polymeerinä) ja metyyliselluloosa (MC), hydroksipropyylimetyyliselluloosa (HPMC 50 cp) ja polyvinyylialkoholi (PVA) (125 kDa) tukipolymeerinä, joka edistää trombin muodostumista. Polyvinyylipyrrolidiini K30:n (PVP K30) lisääminen paransi NFRCS:n kosteudenimukykyä. Polyetyleeniglykoli 400:aa (PEG 400) lisättiin parantamaan polymeerien silloittumista sidotuissa polymeeriseoksissa. Kolmea erilaista HFFC-hemostaattikoostumusta (Cm HFFC, Ch HFFC ja Cp HFFC), nimittäin kitosaania MC:n kanssa (Cm), kitosaania HPMC:n kanssa (Ch) ja kitosaania PVA:n kanssa (Cp), levitettiin Ct:hen. Useat in vitro- ja in vivo -karakterisointitutkimukset ovat vahvistaneet NFRCS:n hemostaattisen ja haavanparannusaktiivisuuden. NFRCS:n tarjoamia komposiittimateriaaleja voidaan käyttää erilaisten telineiden räätälöintiin erityistarpeiden mukaan.
Lisäksi NFRCS-sidosta voidaan muokata siteeksi tai rullaksi peittämään koko alaraajojen ja muiden kehon osien vamma-alue. Erityisesti taisteluissa syntyneiden raajavammojen varalta suunniteltu NFRCS-rakenne voidaan muuttaa puoleksi käsivarreksi tai koko jalaksi (lisäkuva S11). NFRCS-sidoksesta voidaan tehdä kudosliimalla ranneke, jota voidaan käyttää vakavien itsemurhaan liittyvien rannevammojen aiheuttaman verenvuodon tyrehdyttämiseen. Päätavoitteenamme on kehittää mahdollisimman vähän polymeeriä sisältävä NFRCS, jota voidaan toimittaa suurelle väestölle (köyhyysrajan alapuolella) ja joka voidaan sijoittaa ensiapulaukkuun. Yksinkertainen, tehokas ja taloudellinen NFRCS hyödyttää paikallisyhteisöjä ja sillä voi olla maailmanlaajuinen vaikutus.
Kitosaani (molekyylipaino 80 kDa) ja amarantti hankittiin Merckiltä, ​​Intiasta. Hydroksipropyylimetyyliselluloosa 50 Cp, polyetyleeniglykoli 400 ja metyyliselluloosa hankittiin Loba Chemie Pvt. LLC:ltä, Mumbai. Polyvinyylialkoholi (molekyylipaino 125 kDa) (87–90 % hydrolysoitu) hankittiin National Chemicalsilta, Gujarat. Polyvinyylipyrrolidiini K30 hankittiin Molychemiltä, ​​Mumbai, ja steriilit näytteenottotikut hankittiin Ramaraju Surgery Cotton Mills Ltd:ltä, Tamil Nadu, käyttäen kantajana Milli Q -vettä (Direct-Q3 -vedenpuhdistusjärjestelmä, Merck, Intia).
NFRCS kehitettiin kylmäkuivausmenetelmällä11,12. Kaikki HFFC-koostumukset (taulukko 1) valmistettiin mekaanisella sekoittimella. Valmistele 0,5-prosenttinen kitosaaniliuos käyttämällä 1-prosenttista etikkahappoa vedessä sekoittamalla jatkuvasti 800 rpm:n nopeudella mekaanisella sekoittimella. Taulukossa 1 ilmoitettu tarkka paino ladattua polymeeriä lisättiin kitosaaniliuokseen ja sekoitettiin, kunnes saatiin kirkas polymeeriliuos. PVP K30 ja PEG 400 lisättiin tuloksena olevaan seokseen taulukossa 1 ilmoitettuina määrinä ja sekoittamista jatkettiin, kunnes saatiin kirkas viskoosi polymeeriliuos. Tuloksena olevaa polymeeriliuoskylpyä sonikoitiin 60 minuuttia loukkuun jääneiden ilmakuplien poistamiseksi polymeeriseoksesta. Kuten lisäkuvassa S1(b) on esitetty, Ct jakautui tasaisesti 6-kuoppaisen levyn (muotin) jokaiseen kuoppaan, johon oli lisätty 5 ml HFFC:tä.
Kuusikuoppaista levyä sonikoitiin 60 minuuttia, jotta HFFC-yhdisteet kostuivat ja jakautuivat tasaisesti Ct-verkostossa. Sitten kuusikuoppainen levy pakastettiin -20 °C:ssa 8–12 tuntia. Pakastuslevyt kylmäkuivattiin 48 tuntia, jolloin saatiin erilaisia ​​NFRCS-formulaatioita. Samaa menetelmää käytetään erilaisten muotojen ja rakenteiden, kuten tamponien tai lieriömäisten tamponien tai minkä tahansa muun muodon, valmistukseen eri käyttötarkoituksiin.
Tarkasti punnittu kitosaani (80 kDa) (3 %) liuotetaan 1 % etikkahappoon magneettisekoittajaa käyttäen. Tuloksena olevaan kitosaaniliuokseen lisättiin 1 % PEG 400:aa ja sekoitettiin 30 minuuttia. Kaadettiin tuloksena oleva liuos neliön tai suorakaiteen muotoiseen astiaan ja pakastettiin -80 °C:ssa 12 tuntia. Pakastettuja näytteitä kylmäkuivattiin 48 tuntia huokoisen Cs13:n saamiseksi.
Kehitetylle NFRCS:lle tehtiin kokeita Fourier-muunnosinfrapunaspektroskopialla (FTIR) (Shimadzu 8400 s FTIR, Tokio, Japani) kitosaanin kemiallisen yhteensopivuuden varmistamiseksi muiden polymeerien kanssa14,15. Kaikkien testattujen näytteiden FTIR-spektrit (spektrialueen leveys 400–4000 cm-1) saatiin suorittamalla 32 skannausta.
Kaikkien formulaatioiden veren imeytymisnopeus (BAR) arvioitiin Chenin ym. 16 kuvaamalla menetelmällä pienin muutoksin. Kaikkien koostumusten kehitetyt NFRK:t kuivattiin tyhjiöuunissa 105 °C:ssa yön yli jäännösliuottimen poistamiseksi. 30 mg NFRCS:ää (näytteen alkupaino – W0) ja 30 mg Ct:tä (positiivinen kontrolli) asetettiin erillisiin maljoihin, jotka sisälsivät 3,8 % natriumsitraattia sisältävää esiseosta. Ennalta määrätyin aikavälein, eli 5, 10, 20, 30, 40 ja 60 sekunnin välein, NFRCS:t poistettiin ja niiden pinnat puhdistettiin imeytymättömästä verestä asettamalla näytteet Ct:lle 30 sekunniksi. NFRCS:n 16 imemän veren lopullinen paino (W1) otettiin huomioon kullakin aikapisteellä. Laske BAR-prosenttiosuus seuraavalla kaavalla:
Veren hyytymisaika (BCT) määritettiin Wangin ym. 17 raportoimalla tavalla. Kokoveren (rotan veri, johon on esisekoitettu 3,8 % natriumsitraatilla) hyytymiseen NFRCS:n läsnä ollessa kuluva aika laskettiin testinäytteen BCT:nä. Eri NFRCS-komponentit (30 mg) laitettiin 10 ml:n kierrekorkkipulloihin ja inkuboitiin 37 °C:ssa. Verta (0,5 ml) lisättiin pulloon ja 0,3 ml 0,2 M CaCl2:ta lisättiin veren hyytymisen aktivoimiseksi. Lopuksi pullo käännettiin ylösalaisin 15 sekunnin välein (enintään 180°), kunnes muodostuu kiinteä hyytymä. Näytteen BCT arvioitiin käännösten lukumäärän perusteella17,18. BCT:n perusteella valittiin kaksi optimaalista koostumusta NFRCS:stä: Cm, Ch ja Cp jatkotutkimuksia varten.
Ch- ja Cp-NFRCS-koostumusten BCT-arvot määritettiin Li et al. 19 kuvaamalla menetelmällä. Aseta 15 x 15 mm2 Ch-NFRCS-, Cp-NFRCS- ja Cs-näytteitä (positiivinen kontrolli) erillisiin petrimaljoihin (37 °C). Veri, joka sisälsi 3,8 % natriumsitraattia, sekoitettiin 0,2 M CaCl2:een tilavuussuhteessa 10:1 veren hyytymisprosessin aloittamiseksi. 20 µl 0,2 M CaCl2-rotan veriseosta levitettiin näytteen pinnalle ja asetettiin tyhjään petrimaljaan. Kontrollina oli verta, joka kaadettiin tyhjiin petrimaljoihin ilman Ct:tä. 0, 3 ja 5 minuutin välein hyytyminen pysäytetään lisäämällä 10 ml deionisoitua (DI) vettä maljaan, joka sisältää näytteen, häiritsemättä hyytymää. Koaguloitumattomat punasolut (erytrosyytit) hemolyysin läpikäyvät deionisoidun veden läsnä ollessa ja vapauttavat hemoglobiinia. Hemoglobiini eri aikapisteinä (HA(t)) mitattiin 540 nm:ssä (λmax hemoglobiini) UV-Vis-spektrofotometrillä. Vertailustandardina käytettiin hemoglobiinin absoluuttista absorptiota (AH(0)) 0 minuutissa 20 µl:ssa verta 10 ml:ssa deionisoitua vettä. Hyytyneen veren suhteellinen hemoglobiinin otto (RHA) laskettiin HA(t)/HA(0)-suhteesta käyttäen samaa veri-erää.
NFRK:n tarttumisominaisuudet vaurioituneeseen kudokseen määritettiin tekstuurianalysaattorilla (Texture Pro CT V1.3 Build 15, Brookfield, USA). Paina avoinpohjaista lieriömäistä maljaa sian nahan sisäpuolta vasten (ilman rasvakerrosta). Näytteet (Ch NFRCS ja Cp NFRCS) levitettiin kanyylin kautta lieriömäisiin muotteihin tarttumisen aikaansaamiseksi sian ihoon. Kolmen minuutin inkuboinnin jälkeen huoneenlämmössä (RT) (25 °C), NFRCS:n tarttumislujuus rekisteröitiin vakionopeudella 0,5 mm/s.
Kirurgisten liima-aineiden pääominaisuus on lisätä veren hyytymistä ja samalla vähentää verenhukkaa. Häviötöntä koagulaatiota NFRCS:ssä arvioitiin aiemmin julkaistulla menetelmällä pienin muutoksin 19. Tee mikrosentrifugiputki (2 ml) (sisähalkaisija 10 mm), jossa on 8 × 5 mm2:n reikä sentrifugiputken toiselle puolelle (mikä edustaa avohaavaa). NFRCS:ää käytetään aukon sulkemiseen ja teipillä ulkoreunat tiivistetään. Lisää 20 µl 0,2 M CaCl2:ta mikrosentrifugiputkeen, joka sisälsi 3,8 % natriumsitraattiesiseosta. 10 minuutin kuluttua mikrosentrifugiputket poistettiin maljoista ja maljojen massan kasvu määritettiin NFRK:sta ulosvirtaavan veren perusteella (n = 3). Verenhukkaa Ch NFRCS:ää ja Cp NFRCS:ää verrattiin Cs:ään.
NFRCS-materiaalien märkäeheys määritettiin Mishran ja Chaudharyn21 kuvaamalla menetelmällä pienin muutoksin. NFRCS asetettiin 100 ml:n erlenmeyerkolviin 50 ml:n veden kanssa ja pyöritettiin 60 sekunnin ajan muodostamatta korkkia. Näytteiden silmämääräinen tarkastus ja fyysisen eheyden priorisointi keräyksen perusteella.
HFFC:n sitoutumisvoimaa Ct:hen tutkittiin aiemmin julkaistuilla menetelmillä pienin muutoksin. Pinnoitteen eheyttä arvioitiin altistamalla NFRK akustisille aalloille (ulkoinen ärsyke) milliQ-veden (Ct) läsnä ollessa. Kehitetyt NFRCS Ch- ja Cp-NFRCS-kuidut asetettiin vedellä täytettyyn dekantterilasiin ja sonikoitiin vastaavasti 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10 ja 30 minuuttia. Kuivauksen jälkeen NFRCS:n alku- ja loppupainon välistä prosentuaalista eroa käytettiin materiaalin prosentuaalisen hävikin (HFFC) laskemiseen. In vitro -pintakäsittely (BCT) tuki edelleen pintamateriaalien sitoutumisvoimaa tai -hävikkiä. HFFC:n sitoutumisen tehokkuus Ct:hen edistää veren hyytymistä ja elastisen pinnoitteen muodostamista Ct22:n pinnalle.
Kehitetyn NFRCS:n homogeenisuus määritettiin näytteiden (30 mg) luuydinanalyysillä (BCT), jotka otettiin satunnaisesti valituista NFRCS:n yleisistä kohdista. Noudata aiemmin mainittua luuydinanalyysimenetelmää NFRCS:n vaatimustenmukaisuuden määrittämiseksi. Kaikkien viiden näytteen läheisyys varmistaa tasaisen pinnan peiton ja HFFC-kerrostumisen Ct-verkkoon.
Nimellinen veren kosketuspinta-ala (NBCA) määritettiin aiemmin raportoidulla tavalla, muutamin muutoksin. Veri hyytyi puristamalla 20 µl verta Ct:n, Ch:n, Cp:n ja Cs:n kahden pinnan väliin. Tunnin kuluttua stentin kaksi osaa erotettiin toisistaan ​​ja hyytymän pinta-ala mitattiin manuaalisesti. Kolmen toiston keskiarvoa pidettiin NBCA NFRCS19:nä.
Dynaamista höyrysorptioanalyysiä (DVS) käytettiin arvioimaan NFRCS:n tehokkuutta veden imeytymisessä ulkoisesta ympäristöstä tai hyytymisen käynnistävästä vauriokohdasta. DVS arvioi tai tallentaa näytteen höyryn imeytymisen ja häviön gravimetrisesti käyttämällä erittäin herkkää vaakaa, jonka massaresoluutio on ±0,1 µg. Osittainen höyrynpaine (suhteellinen kosteus) luodaan elektronisella massavirtaussäätimellä näytteen ympärille sekoittamalla kyllästettyjä ja kuivia kantokaasuja. Euroopan farmakopean ohjeiden mukaisesti näytteet luokiteltiin neljään luokkaan näytteiden kosteudenimukyvyn perusteella (0–0,012 % p/p – ei-hygroskooppiset, 0,2–2 % p/p hieman hygroskooppiset, 2–15 % kohtalaisen hygroskooppiset ja > 15 % erittäin hygroskooppiset)23. Euroopan farmakopean ohjeiden mukaisesti näytteet luokiteltiin neljään luokkaan näytteiden kosteudenimukyvyn perusteella (0–0,012 % p/p – ei-hygroskooppinen, 0,2–2 % p/p hieman hygroskooppinen, 2–15 % kohtalaisen hygroskooppinen ja > 15 % erittäin hygroskooppinen)23.Euroopan farmakopean suositusten mukaisesti näytteet jaettiin neljään luokkaan niiden kosteuden imeytymisprosentin perusteella (0–0,012 % p/p – ei-hygroskooppiset, 0,2–2 % p/p hieman hygroskooppiset, 2–15 %).% умеренно гигроскопичен и > 15 % очень гигроскопичен)23. % kohtalaisen hygroskooppinen ja > 15 % erittäin hygroskooppinen)23.根据欧洲药典指南，根据样品吸收水分的百分比，样品分为4 类（0-0,012 % w/w-0,012非吸湿性、0,2-2 % w/w 轻微吸湿性、2-15 % 适度吸湿，> 15 % 非常吸湿）23.根据 欧洲 药典 指南 ， 根据 吸收 水分 的 百分比 样品 分为 分为 分为 分为 分为-0 % .为 分为W/w- 吸湿 性 、 、 、 、 0,2-2 % W/w 轻微 、 2-15 % 适度 吸湿 ，> 15 %非常吸湿）Euroopan farmakopean suositusten mukaisesti näytteet jaetaan neljään luokkaan näytteen imemän kosteuden prosenttiosuuden mukaan (0–0,012 painoprosenttia – ei-hygroskooppinen, 0,2–2 painoprosenttia hieman hygroskooppinen, 2–15 painoprosenttia).% умеренно гигроскопичен, > 15 % очень гигроскопичен) 23. % kohtalaisen hygroskooppinen, > 15 % erittäin hygroskooppinen) 23.NFCS X NFCS:n ja TsN NFCS:n hygroskooppinen hyötysuhde määritettiin DVS TA TGA Q5000 SA -analysaattorilla. Prosessin aikana mitattiin suoritusaika, suhteellinen kosteus (RH) ja reaaliaikainen näytteen paino 25 °C:ssa (24). Kosteuspitoisuus lasketaan tarkalla NFRCS-massa-analyysillä käyttäen seuraavaa yhtälöä:
MC on NFRCS-kosteus. m1 – tulehduskipulääkkeiden kuivapaino. m2 on reaaliaikainen NFRCS-massa tietyllä suhteellisella kosteudella.
Kokonaispinta-ala arvioitiin käyttämällä typen adsorptiokokeella nestemäisellä typellä sen jälkeen, kun näytteet oli tyhjennetty 25 °C:ssa 10 tunnin ajan (< 7 × 10–3 Torr). Kokonaispinta-ala arvioitiin käyttämällä typen adsorptiokokeella nestemäisellä typellä sen jälkeen, kun näytteet oli tyhjennetty 25 °C:ssa 10 tunnin ajan (< 7 × 10–3 Torr). Общая площадь поверхности оценивалась с помощью эксперимента по адсорбции азота жидким апополтом образцов при 25 °С в течение 10 ч (< 7 × 10–3 Торр). Kokonaispinta-ala arvioitiin käyttämällä typen adsorptiokokeella nestemäisellä typellä sen jälkeen, kun näytteitä oli tyhjennetty 25 °C:ssa 10 tunnin ajan (< 7 × 10–3 Torr).在25°C 清空样品10 小时（< 7 × 10-3 Torr）后，使用液氮的氮吸附实验估计总表验估计总表在 25°C Общая площадь поверхности оценивалась с использованием экспериментов по адсорбции азота жидкиним посолтомя посолтов образцов в течение 10 часов при 25°C (< 7 × 10-3 торр). Kokonaispinta-ala arvioitiin käyttämällä nestemäisellä typellä tehtyjä typpiadsorptiokokeita sen jälkeen, kun näytteitä oli tyhjennetty 10 tuntia 25 °C:ssa (< 7 x 10-3 torria).Kokonaispinta-ala, huokostilavuus ja NFRCS-huokoskoko määritettiin NOVA 1000e:n (Itävalta) Quantachrome-laitteella käyttäen RS 232 -ohjelmistoa.
Valmistele 5 % punasoluja (suolaliuos laimentimena) kokoverestä. Siirrä sitten HFFC-alikvootti (0,25 ml) 96-kuoppalevylle ja lisää 5 % punasolumassaa (0,1 ml). Inkuboi seosta 37 °C:ssa 40 minuuttia. Punasolujen ja seerumin seosta pidettiin positiivisena kontrollina ja suolaliuoksen ja punasolujen seosta negatiivisena kontrollina. Hemagglutinaatio määritettiin Stajitzkyn asteikon mukaisesti. Ehdotetut asteikot ovat seuraavat: + + + + tiheät rakeiset aggregaatit; + + + sileäpohjaiset tyynyt, joissa on kaarevat reunat; + + sileäpohjaiset tyynyt, joissa on repeytyneet reunat; + kapeat punaiset renkaat sileiden tyynyjen reunojen ympärillä; – (negatiivinen) erillinen punainen painike 12 alemman kuopan keskellä.
NFRCS:n hemoyhteensopivuutta tutkittiin Kansainvälisen standardisoimisjärjestön (ISO) menetelmän (ISO10993-4, 1999)26,27 mukaisesti. Käytettiin Singhin ym. kuvaamaa gravimetristä menetelmää. Trombin muodostumisen arvioimiseksi NFRCS:n läsnä ollessa tai pinnalla tehtiin pieniä muutoksia. 500 mg Cs-, Ch- ja Cp-NFRCS:ää inkuboitiin fosfaattipuskuroidussa suolaliuoksessa (PBS) 24 tuntia 37 °C:ssa. 24 tunnin kuluttua PBS poistettiin ja NFRCS:ää käsiteltiin 2 ml:lla verta, joka sisälsi 3,8 % natriumsitraattia. NFRCS:n pinnalle lisättiin inkuboituihin näytteisiin 0,04 ml 0,1 M CaCl2:a. 45 minuutin kuluttua lisättiin 5 ml tislattua vettä hyytymisen pysäyttämiseksi. NFRK:n pinnalla hyytynyttä verta käsiteltiin 36–38 % formaldehydiliuoksella. Formaldehydillä kiinnitetyt hyytymät kuivattiin ja punnittiin. Tromboosiprosentti arvioitiin laskemalla lasin paino ilman verta ja näytettä (negatiivinen kontrolli) ja lasin paino verellä (positiivinen kontrolli).
Alustavana varmistuksena näytteet visualisoitiin optisella mikroskoopilla, jotta ymmärrettäisiin HFFC-pintapäällysteen, toisiinsa kytkeytyneen Ct:n ja Ct-verkoston kyky muodostaa huokosia. NFRCS:stä peräisin olevia ohuita Ch- ja Cp-leikkeita leikattiin veitsellä. Tuloksena oleva leike asetettiin lasilevylle, peitettiin peitinlasilla ja reunat kiinnitettiin liimalla. Valmisteltuja lasilevyjä tarkasteltiin optisella mikroskoopilla ja valokuvia otettiin eri suurennoksilla.
Polymeerien laskeutumista Ct-verkostoihin visualisoitiin fluoresenssimikroskopialla Rice et al.29:n kuvaaman menetelmän mukaisesti. Formulaatiossa käytetty HFFC-koostumus sekoitettiin fluoresoivan väriaineen (amarantti) kanssa, ja NFRCS:t (Ch ja Cp) valmistettiin aiemmin mainitulla menetelmällä. Formulaatiossa käytetty HFFC-koostumus sekoitettiin fluoresoivan väriaineen (amarantti) kanssa, ja NFRCS:t (Ch ja Cp) valmistettiin aiemmin mainitulla menetelmällä.Formulaatiossa käytetty HFFC-koostumus sekoitettiin fluoresoivan väriaineen (amarantti) kanssa ja NFRCS (Ch ja Cp) saatiin aiemmin mainitulla menetelmällä.将用于配方的HFFC 组合物与荧光染料（苋菜）混合，并按照前面提到的FR斤懝Ch刈到的FR斤Cp).将用于配方的HFFC 组合物与荧光染料（苋菜）混合，并按照前面提到的FR斤懝Ch刈到的FR斤Cp).Formulaatiossa käytetty HFFC-koostumus sekoitettiin fluoresoivan väriaineen (Amaranth) kanssa ja siihen lisättiin NFRCS:ää (Ch ja Cp), kuten aiemmin mainittiin.Saaduista näytteistä leikattiin ohuita NFRK-leikkeitä, ne asetettiin lasilevyille ja peitettiin peitinlaseilla. Tarkastele valmistettuja laseja fluoresenssimikroskoopilla käyttäen vihreää suodatinta (310–380 nm). Kuvat otettiin 4-kertaisella suurennuksella Ct-suhteiden ja liiallisen polymeerikerrostuman Ct-verkostoon ymmärtämiseksi.
NFRCS Ch:n ja Cp:n pinnan topografia määritettiin atomivoimamikroskoopilla (AFM) käyttäen erittäin terävää TESP-uloketta napinläpäisytilassa: 42 N/m, 320 kHz, ROC 2-5 nm, Bruker, Taiwan. Pinnan karheus määritettiin neliöjuurikeskiarvon (RMS) avulla käyttämällä ohjelmistoa (Scanning Probe Image Processor). Eri NFRCS-sijainnit piirrettiin 3D-kuviin pinnan tasaisuuden tarkistamiseksi. Tietyn alueen pistemäärän keskihajonta määritellään pinnan karheudeksi. RMS-yhtälöä käytettiin NFRCS31:n pinnan karheuden kvantifiointiin.
FESEM-pohjaiset tutkimukset tehtiin käyttäen FESEM:iä (SU8000, HI-0876-0003, Hitachi, Tokio) Ch-NFRCS:n ja Cp-NFRCS:n pintamorfologian ymmärtämiseksi, sillä niillä havaittiin parempi BCT kuin Cm-NFRCS:llä. FESEM-tutkimus suoritettiin Zhao et al. 32 kuvaaman menetelmän mukaisesti pienin muutoksin. 20–30 mg Ch- ja Cp-NFRCS:ää esisekoitettiin 20 µl:aan 3,8 % natriumsitraattia, johon oli esisekoitettu rotan verta. Verikäsiteltyihin näytteisiin lisättiin 20 μl 0,2 M CaCl2:ta hyytymisen aloittamiseksi, ja näytteitä inkuboitiin huoneenlämmössä 10 minuuttia. Lisäksi ylimääräiset punasolut poistettiin NFRCS:n pinnalta huuhtelemalla suolaliuoksella.
Seuraavat näytteet käsiteltiin 0,1 % glutaraldehydillä ja kuivattiin sitten kuumailmauunissa 37 °C:ssa kosteuden poistamiseksi. Kuivatut näytteet päällystettiin ja analysoitiin32. Muita analyysin aikana saatuja kuvia olivat hyytymän muodostuminen yksittäisten puuvillakuitujen pinnalle, polymeerien laskeutuminen Ct:n väliin, punasolujen morfologia (muoto), hyytymän eheys ja punasolujen morfologia NFRCS:n läsnä ollessa. Käsittelemättömiä NFRCS-alueita ja veren kanssa inkuboituja Ch- ja Cp-käsiteltyjä NFRCS-alueita skannattiin alkuaineionien (natrium, kalium, typpi, kalsium, magnesium, sinkki, kupari ja seleeni) varalta33. Vertaa alkuaineionien prosenttiosuuksia käsiteltyjen ja käsittelemättömien näytteiden välillä ymmärtääksesi alkuaineionien kertymisen hyytymän muodostumisen aikana ja hyytymän homogeenisuuden.
Cp HFFC -pinnoitteen paksuus Ct-pinnalla määritettiin FESEM-menetelmällä. Cp NFRCS:n poikkileikkaukset leikattiin rungosta ja ruiskupinnoitettiin. Tuloksena olevia ruiskupinnoitenäytteitä tarkasteltiin FESEM-menetelmällä ja pinnoitteen paksuus mitattiin 34, 35, 36.
Röntgenmikro-TT tarjoaa korkearesoluutioista 3D-nolla-tuhoavaa kuvantamista ja mahdollistaa NFRK:n sisäisen rakenteellisen järjestelyn tutkimisen. Mikro-TT käyttää näytteen läpi kulkevaa röntgensädettä tallentaakseen näytteen röntgensäteiden paikallisen lineaarisen vaimennuskertoimen, mikä auttaa saamaan morfologista tietoa. Ct:n sisäistä sijaintia Cp NFRCS:ssä ja verellä käsitellyssä Cp NFRCS:ssä tutkittiin mikro-TT:llä absorptiotehokkuuden ja veren hyytymisen ymmärtämiseksi NFRCS:n läsnä ollessa37,38,39. Verellä käsiteltyjen ja käsittelemättömien Cp NFRCS -näytteiden 3D-rakenteet rekonstruoitiin mikro-TT:llä (V|tome|x S240, Phoenix, Saksa). Käyttämällä VG STUDIO-MAX -ohjelmistoversiota 2.2 otettiin useita röntgenkuvia eri kulmista (mieluiten 360° peitto) 3D-kuvien kehittämiseksi NFRCS:lle. Kerätyt projektiotiedot rekonstruoitiin 3D-volume-kuviksi käyttämällä vastaavaa yksinkertaista 3D ScanIP Academic -ohjelmistoa.
Lisäksi hyytymän jakautumisen ymmärtämiseksi NFRCS-näytteeseen lisättiin 20 µl esisekoitettua sitraattiverta ja 20 µl 0,2 M CaCl2:ta veren hyytymisen käynnistämiseksi. Valmisteltujen näytteiden annettiin kovettua. NFRK-pinta käsiteltiin 0,5 % glutaraldehydillä ja kuivattiin kuumailmauunissa 30–40 °C:ssa 30 minuuttia. NFRCS-näytteelle muodostunut verihyytymä skannattiin, rekonstruoitiin ja verihyytymästä visualisoitiin 3D-kuva.
Antibakteeriset määritykset tehtiin Cp NFRCS:lle (parhaimmillaan verrattuna Ch NFRCS:ään) aiemmin kuvatulla menetelmällä pienin muutoksin. Cp NFRCS:n ja Cp HFFC:n antibakteerinen aktiivisuus määritettiin käyttämällä kolmea eri testimikro-organismia [S. aureus (grampositiiviset bakteerit), E. coli (gramnegatiiviset bakteerit) ja valkoinen Candida (C. albicans)], jotka kasvoivat agarilla petrimaljoissa inkubaattorissa. Inokuloi tasaisesti 50 ml laimennettua bakteeriviljelysuspensiota pitoisuudella 105-106 CFU ml-1 agar-agar-alustaan. Kaada alusta petrimaljaan ja anna sen jähmettyä. Agarlevyn pinnalle tehtiin kuopat HFFC:llä täyttämistä varten (3 kuoppaa HFFC:lle ja 1 negatiiviselle kontrollille). Lisää 200 µl HFFC:tä 3 kuoppaan ja 200 µl pH 7,4 PBS:ää 4. kuoppaan. Aseta petrimaljan toiselle puolelle 12 mm:n Cp NFRCS -levy jähmettyneen agar-agarin päälle ja kostuta se PBS:llä (pH 7,4). Siprofloksasiini-, ampisilliini- ja flukonatsolitabletteja pidetään Staphylococcus aureuksen, Escherichia colin ja Candida albicansin referenssistandardeina. Mittaa estoalue manuaalisesti ja ota digitaalinen kuva estoalueesta.
Tutkimus tehtiin Kasturba Medical College of Education and Researchissa Manipalissa, Karnatakassa, Etelä-Intiassa, saatuaan eettisen hyväksynnän. Kasturba Medical Collegen eettinen toimikunta Manipalissa, Karnatakassa, on tarkistanut ja hyväksynyt in vitro TEG -kokeiluprotokollan (IEC: 674/2020). Tutkittavat rekrytoitiin sairaalan veripankista vapaaehtoisista verenluovuttajista (18–55-vuotiaista). Lisäksi vapaaehtoisilta saatiin tietoon perustuva suostumuslomake verinäytteiden keräämistä varten. Natiivia TEG:tä (N-TEG) ​​käytettiin tutkimaan Cp HFFC -formulaation vaikutusta natriumsitraatilla esisekoitettuun kokovereen. N-TEG tunnetaan laajalti roolistaan ​​hoitopaikan elvytyksessä, mikä aiheuttaa ongelmia lääkäreille, koska se voi viivästyttää tuloksia kliinisesti merkittävästi (rutiinimaiset hyytymiskokeet). N-TEG-analyysi suoritettiin käyttämällä kokoverta. Kaikilta osallistujilta saatiin tietoon perustuva suostumus ja yksityiskohtainen sairaushistoria. Tutkimukseen ei osallistunut osallistujia, joilla oli hemostaattisia tai tromboottisia komplikaatioita, kuten raskaus/synnytyksen jälkeinen aika tai maksasairaus. Tutkimuksesta suljettiin pois myös hyytymiskaskadiin vaikuttavia lääkkeitä käyttävät koehenkilöt. Kaikille osallistujille tehtiin peruslaboratoriokokeet (hemoglobiini, protrombiiniaika, aktivoitu tromboplastiini ja verihiutaleiden määrä) standardimenetelmien mukaisesti. N-TEG määrittää verihyytymän viskoelastisuuden, hyytymän alkuperäisen rakenteen, hiukkasten vuorovaikutuksen, hyytymän vahvistumisen ja hyytymän hajoamisen. N-TEG-analyysi tarjoaa graafista ja numeerista tietoa useiden soluelementtien ja plasman yhteisvaikutuksista. N-TEG-analyysi suoritettiin kahdella eri tilavuudella Cp HFFC:tä (10 µl ja 50 µl). Tuloksena lisättiin 1 ml sitruunahappoa sisältävää kokoverta 10 μl:aan Cp HFFC:tä. Lisää 1 ml (Cp HFFC + sitraattiverta) ja 340 µl sekoitettua verta 20 µl:aan 0,2 M CaCl2:ta sisältävää TEG-maljaa. Tämän jälkeen TEG-maljat ladattiin TEG® 5000, US -laitteeseen R-, K-, alfa-kulma-, MA-, G-, CI-, TPI-, EPL- ja LY-arvojen mittaamiseksi 30 %:ssa verinäytteistä Cp HFFC41:n läsnä ollessa.
In vivo -tutkimusprotokollan tarkisti ja hyväksyi Kasturba School of Medicinen, Manipal Institute of Higher Educationin, Manipalin eläinlääketieteellinen komitea (IAEC) (IAEC/KMC/69/2020). Kaikki eläinkokeet tehtiin eläinkokeilujen valvontaa ja valvontaa käsittelevän komitean (CPCSEA) suositusten mukaisesti. Kaikki in vivo NFRCS-tutkimukset (2 × 2 cm2) tehtiin naaraspuolisilla Wistar-rotilla (paino 200–250 g). Kaikki eläimet totutettiin 24–26 °C:n lämpötilaan, ja eläimillä oli vapaa pääsy standardiruokaan ja -veteen ad libitum. Kaikki eläimet jaettiin satunnaisesti eri ryhmiin, joista jokaisessa oli kolme eläintä. Kaikki tutkimukset tehtiin Animal Studies: Report of In Vivo Experiments 43 -raportin mukaisesti. Ennen tutkimusta eläimet nukutettiin antamalla niille vatsaontelonsisäisesti (ip) seosta, joka sisälsi 20–50 mg ketamiinia (1 kg ruumiinpainoa kohden) ja 2–10 mg ksylatsiinia (1 kg ruumiinpainoa kohden). Tutkimuksen jälkeen vuototilavuus laskettiin arvioimalla näytteiden alku- ja loppupainon välinen ero, ja kolmesta kokeesta saatua keskiarvoa käytettiin näytteen vuototilavuutena.
Rotan hännän amputaatiomalli otettiin käyttöön, jotta ymmärrettäisiin NFRCS:n potentiaalia moduloida verenvuotoa traumassa, taistelussa tai liikenneonnettomuudessa (vammamalli). Leikkaa 50 % hännästä pois skalpellilla ja aseta se ilmaan 15 sekunniksi normaalin verenvuodon varmistamiseksi. Lisäksi testinäytteet asetettiin rotan hännälle painetta käyttämällä (Ct, Cs, Ch NFRCS ja Cp NFRCS). Testinäytteistä raportoitiin verenvuoto ja PCT (n = 3)17,45.
NFRCS-paineenhallinnan tehokkuutta taisteluolosuhteissa tutkittiin pinnallisen reisivaltimon mallilla. Reisivaltimo paljastetaan, punktoidaan 24G:n troakaarilla ja vuodatetaan veri 15 sekunnin kuluessa. Kun havaitaan hallitsematonta verenvuotoa, näyte asetetaan pistokohtaan ja painetaan. Heti testinäytteen asettamisen jälkeen hyytymisaika rekisteröitiin ja hemostaattista tehokkuutta tarkkailtiin seuraavien 5 minuutin ajan. Sama toimenpide toistettiin Cs:llä ja Ct46:lla.
Dowling ym.47 esittivät maksavauriomallin hemostaattisten materiaalien hemostaattisen potentiaalin arvioimiseksi leikkauksen aikaisen verenvuodon yhteydessä. BCT rekisteröitiin Ct-näytteille (negatiivinen kontrolli), Cs-runkorakenteisille näytteille (positiivinen kontrolli), Ch NFRCS-näytteille ja Cp NFRCS-näytteille. Rotan suprahepaattinen onttolaskimo paljastettiin suorittamalla mediaanilaparotomia. Sen jälkeen vasemman lohkon distaalinen osa leikattiin pois saksilla. Maksaan tehtiin viilto veitsellä ja annettiin sen vuotaa verta muutaman sekunnin ajan. Tarkasti punnitut Ch NFRCS- ja Cp NFRCS -testinäytteet asetettiin vaurioituneelle pinnalle ilman positiivista painetta ja BCT rekisteröitiin. Kontrolliryhmä (Ct) kohdisti sitten painetta ja sen jälkeen Cs 30 s47 -punnerrusta rikkomatta vauriota.
In vivo -haavan paranemiskokeet tehtiin käyttämällä leikkaushaavamallia kehitettyjen polymeeripohjaisten NFRCS-siteiden haavan paranemisominaisuuksien arvioimiseksi. Leikkaushaavamallit valittiin ja suoritettiin aiemmin julkaistujen menetelmien mukaisesti pienin muutoksin19,32,48. Kaikki eläimet nukutettiin aiemmin kuvatulla tavalla. Tee selän ihoon pyöreä syvä viilto koepalan lävistimellä (12 mm). Valmistellut haavakohdat sidottiin Cs:llä (positiivinen kontrolli), Ct:llä (tietäen, että vanulappu häiritsee paranemista), Ch NFRCS:llä ja Cp NFRCS:llä (koeryhmä) sekä negatiivisella kontrollilla ilman hoitoa. Jokaisena tutkimuspäivänä mitattiin kaikkien rottien haavan pinta-ala. Ota digitaalikameralla kuva haava-alueesta ja laita uusi side. Haavan sulkeutumisprosentti mitattiin seuraavalla kaavalla:
Tutkimuksen 12. päivänä haavan sulkeutumisprosentin perusteella parhaan ryhmän rotan iho poistettiin ((Cp NFRCS) ja kontrolliryhmän) ja tutkittiin H&E-värjäyksellä ja Massonin trikromivärjäyksellä. Tutkimuksen 12. päivänä haavan sulkeutumisprosentin perusteella parhaan ryhmän rotan iho poistettiin ((Cp NFRCS) ja kontrolliryhmän) ja tutkittiin H&E-värjäyksellä ja Massonin trikromivärjäyksellä.Tutkimuksen 12. päivänä haavan sulkeutumisprosentin perusteella parhaan ryhmän rottien ((Cp NFRCS) ja kontrolliryhmän) iho poistettiin ja tutkittiin värjäämällä hematoksyliini-eosiinilla ja Massonin trikromilla.根据研究第12天的伤口闭合百分比，切除最佳组((Cp NFRCS)和对照组)的大鼠皮肤，进行H&E染色和Masson三色染色研究.根据研究第12天的伤口闭合百分比，切除最佳组((Cp NFRCS)和对照组)的大鼠皮肤，进行H&E染色和眳组）Parhaan ryhmän rotat ((Cp NFRCS) ja kontrolliryhmät) irrotettiin hematoksyliini-eosiinivärjäystä ja Massonin trikromivärjäystä varten haavan sulkeutumisprosentin perusteella tutkimuksen 12. päivänä.Toteutettu värjäysmenetelmä suoritettiin aiemmin kuvattujen menetelmien49,50 mukaisesti. Lyhyesti sanottuna, 10-prosenttiseen formaliiniin kiinnittämisen jälkeen näytteet dehydroitiin käyttämällä sarjaa porrastettuja alkoholeja. Käytä mikrotomia ohuiden (5 µm paksuisten) leikkeiden saamiseksi poistetusta kudoksesta. Kontrollien ja Cp NFRCS:n ohuita sarjaleikkeitä käsiteltiin hematoksyliinillä ja eosiinilla histopatologisten muutosten tutkimiseksi. Massonin trikromivärjäystä käytettiin kollageenifibrillien muodostumisen havaitsemiseen. Patologit tutkivat saadut tulokset sokkona.
Cp NFRCS -näytteiden stabiilisuutta tutkittiin huoneenlämmössä (25 °C ± 2 °C/60 % RH ± 5 %) 12 kuukauden ajan51. Cp NFRCS:ää (pinnan värjäytyminen ja mikrobikasvu) tarkastettiin silmämääräisesti ja testattiin taittokulumiskestävyyden ja BCT:n suhteen edellä Materiaalit ja menetelmät -osiossa esitettyjen menetelmien mukaisesti.
Cp NFRCS:n skaalautuvuutta ja toistettavuutta tutkittiin valmistamalla 15 × 15 cm2:n kokoisia Cp NFRCS:iä. Lisäksi eri Cp NFRCS-fraktioista irrotettiin 30 mg:n näytteitä (n = 5) ja tutkittujen näytteiden BCT arvioitiin aiemmin Menetelmät-osiossa kuvatulla tavalla.
Olemme yrittäneet kehittää erilaisia ​​muotoja ja rakenteita käyttäen Cp NFRCS -koostumuksia erilaisiin biolääketieteellisiin sovelluksiin. Tällaisia ​​muotoja tai kokoonpanoja ovat kartiomaiset näytteenottotikut nenäverenvuotoa ja hammashoitoja varten sekä sylinterimäiset näytteenottotikut emättimen verenvuotoa varten.
Kaikki datajoukot ilmaistaan ​​keskiarvona ± keskihajonta ja ne analysoitiin ANOVA:lla käyttäen Prism 5.03 -ohjelmistoa (GraphPad, San Diego, CA, USA) ja sen jälkeen Bonferronin monivertailutestiä (*p<0,05).
Kaikki ihmisillä tehdyissä tutkimuksissa suoritetut toimenpiteet olivat instituutin ja National Research Councilin standardien sekä Helsingin julistuksen vuodelta 1964 ja sen myöhempien lisäysten tai vastaavien eettisten standardien mukaisia. Kaikille osallistujille kerrottiin tutkimuksen ominaisuuksista ja sen vapaaehtoisuudesta. Osallistujien tiedot pysyvät luottamuksellisina niiden keräämisen jälkeen. Kasturba Medical Collegen (Manipal, Karnataka) eettinen toimikunta on tarkistanut ja hyväksynyt in vitro TEG -kokeellisen protokollan (IEC: 674/2020). Vapaaehtoiset allekirjoittivat tietoisen suostumuksen verinäytteiden keräämiseen.
Kaikki eläinkokeissa suoritetut toimenpiteet tehtiin Manipalin korkeakoulun Kastuban lääketieteellisen tiedekunnan (IAEC/KMC/69/2020) ohjeiden mukaisesti. Kaikki suunnitellut eläinkokeet tehtiin eläinkokeiden valvontaa ja valvontaa käsittelevän komitean (CPCSEA) ohjeiden mukaisesti. Kaikki kirjoittajat noudattavat ARRIVE-ohjeita.
Kaikkien NFRCS-yhdisteiden FTIR-spektrit analysoitiin ja verrattiin kuvassa 2A esitettyyn kitosaanispektriin. Kitosaanin karakteristiset spektripiikit (rekisteröitiin) kohdissa 3437 cm⁻¹ (OH- ja NH-venytys, päällekkäisyys), 2945 ja 2897 cm⁻¹ (CH-venytys), 1660 cm⁻¹ (NH2-venymä), 1589 cm⁻¹ (N–H-taivutus), 1157 cm⁻¹ (sillan venytys O–), 1067 cm⁻¹ (venytys C–O, sekundäärinen hydroksyyli), 993 cm⁻¹ (venytys CO, Bo-OH) 52,53,54. Lisätaulukko S1 esittää kitosaanin (reportteri), puhtaan kitosaanin, Cm:n, Ch:n ja Cp:n FTIR-NFRCS-absorptiospektrien arvot. Kaikkien NFRCS-yhdisteiden (Cm, Ch ja Cp) FTIR-spektrit osoittivat samat karakteristiset absorptiovyöhykkeet kuin puhtaalla kitosaanilla ilman merkittäviä muutoksia (kuva 2A). FTIR-tulokset vahvistivat, ettei NFRCS:n kehittämisessä käytettyjen polymeerien välillä ollut kemiallisia tai fysikaalisia vuorovaikutuksia, mikä osoittaa, että käytetyt polymeerit ovat inerttejä.
Cm NFRCS:n, Ch NFRCS:n, Cp NFRCS:n ja Cs:n in vitro -karakterisointi. (A) esittää kitosaanin ja Cm NFRCS:n, Ch NFRCS:n ja Cp NFRCS:n koostumusten yhdistettyjä FTIR-spektrejä puristuksen alaisena. (B) a) NFRCS:n Cm:n, Ch:n, Cp:n ja Cg:n kokoveren imeytymisnopeus (n = 3); Ct-näytteillä oli korkeampi BAR-arvo, koska vanupuikolla on korkeampi absorptiotehokkuus; b) Veri veren imeytymisen jälkeen. Imeytyneen näytteen kuva. Testinäytteen C absorptionopeuden graafinen esitys (Cp NFRCS:llä oli paras absorptionopeus (15 s, n = 3)). C-, D-, E- ja G-kohtien tiedot esitettiin keskiarvona ± keskihajonta, ja virhepalkit edustavat keskihajontaa, ***p < 0,0001. C-, D-, E- ja G-kohtien tiedot esitettiin keskiarvona ± keskihajonta, ja virhepalkit edustavat keskihajontaa, ***p < 0,0001. Данные в C, D, E ja G представлены как среднее ± стандартное отклонение, а планки погрешностей представлендают представлендают ***p <0,0001. C-, D-, E- ja G-kohtien tiedot esitetään keskiarvona ± keskihajonta, ja virhepalkit edustavat keskihajontaa, ***p < 0,0001. C、D、E 和G 中的数据显示为平均值± SD，误差线代表SD，***p < 0,0001. C、D、E 和G 中的数据显示为平均值± SD，误差线代表SD，***p < 0,0001. Данные в C, D, E ja G показаны как среднее значение ± стандартное отклонение, планки погрешностей представляю отклонение, ***p <0,0001. C-, D-, E- ja G-kohtien tiedot on esitetty keskiarvona ± keskihajonta, virhepalkit edustavat keskihajontaa, ***p < 0,0001.