Dziękujemy za odwiedzenie Nature.com. Wersja przeglądarki, której używasz, ma ograniczone wsparcie dla CSS. Aby uzyskać najlepsze wrażenia, zalecamy korzystanie ze zaktualizowanej przeglądarki (lub wyłączenie trybu zgodności w Internet Explorerze). W międzyczasie, aby zapewnić ciągłą obsługę, będziemy wyświetlać witrynę bez stylów i JavaScript.
Korozja mikrobiologiczna (MIC) jest poważnym problemem w wielu gałęziach przemysłu, ponieważ może powodować ogromne straty ekonomiczne. Stal nierdzewna 2707 super duplex (2707 HDSS) była stosowana w środowiskach morskich ze względu na jej doskonałą odporność chemiczną. Jednak jej odporność na MIC nie została wykazana eksperymentalnie. eudomonas aeruginosa biofilm w podłożu 2216E, nastąpiła pozytywna zmiana potencjału korozyjnego i wzrost gęstości prądu korozyjnego. Analiza rentgenowskiej spektroskopii fotoelektronów (XPS) wykazała spadek zawartości Cr na powierzchni próbki pod biofilmem. Analiza obrazowa wżerów wykazała, że ​​biofilm P. aeruginosa wytworzył maksymalną głębokość wżerów wynoszącą 0,69 μm w ciągu 14 dni inkubacji. 2707 HDSS nie jest w pełni odporny na MIC biofilmów P. aeruginosa.
Stale nierdzewne typu duplex (DSS) są szeroko stosowane w różnych gałęziach przemysłu ze względu na idealne połączenie doskonałych właściwości mechanicznych i odporności na korozję1,2.Jednak miejscowe wżery nadal występują i wpływają na integralność tej stali3,4.DSS nie jest odporny na korozję mikrobiologiczną (MIC)5,6.Pomimo szerokiego zakresu zastosowań DSS, nadal istnieją środowiska, w których odporność na korozję DSS nie jest wystarczająca do długotrwałego użytkowania. Oznacza to, że wymagane są droższe materiały o wyższej odporności na korozję. Stale nierdzewne plex (SDSS) mają pewne ograniczenia pod względem odporności na korozję. Dlatego w niektórych zastosowaniach wymagane są stale nierdzewne super duplex (HDSS) o wyższej odporności na korozję. Doprowadziło to do opracowania wysokostopowych stali HDSS.
Odporność DSS na korozję zależy od stosunku faz alfa i gamma oraz obszarów zubożonych w Cr, Mo i W 8, 9, 10 sąsiadujących z drugą fazą. HDSS zawiera wysoką zawartość Cr, Mo i N11, dzięki czemu ma doskonałą odporność na korozję i wysoką wartość (45-50) Pitting Resistance Equivalent Number (PREN), określoną jako % wag. Cr + 3,3 (% wag. Mo + 0,5 % wag. W) + 16 % wag. N12. Jego doskonała odporność na korozję opiera się na zrównoważonym składzie zawierającym około 50% ferrytu (α) i 50% austenitu (γ), HDSS ma lepsze właściwości mechaniczne i wyższą odporność niż konwencjonalny DSS13.Właściwości korozyjne chlorków. Poprawiona odporność na korozję rozszerza zastosowanie HDSS w bardziej korozyjnych środowiskach chlorkowych, takich jak środowiska morskie.
MIC stanowią poważny problem w wielu gałęziach przemysłu, takich jak przedsiębiorstwa naftowe, gazowe i wodociągowe14.MIC odpowiadają za 20% wszystkich szkód spowodowanych korozją15.MIC to korozja bioelektrochemiczna, którą można zaobserwować w wielu środowiskach.Biofilmy, które tworzą się na powierzchniach metalowych, zmieniają warunki elektrochemiczne, wpływając w ten sposób na proces korozji.Powszechnie uważa się, że korozja MIC jest powodowana przez biofilmy. Mikroorganizmy elektrogeniczne powodują korozję metali w celu uzyskania energii niezbędnej do przetrwania17.Niedawne badania MIC wykazały, że E ET (zewnątrzkomórkowy transfer elektronów) jest czynnikiem ograniczającym szybkość MIC indukowanym przez mikroorganizmy elektrogeniczne. Zhang et al.18 wykazali, że mediatory elektronowe przyspieszają transfer elektronów między komórkami Desulfovibrio sessificans a stalą nierdzewną 304, co prowadzi do poważniejszego ataku MIC. Enning et al.19 oraz Venzlaff i in.20 wykazało, że korozyjne biofilmy bakterii redukujących siarczany (SRB) mogą bezpośrednio absorbować elektrony z metalowych podłoży, powodując poważną korozję wżerową.
Wiadomo, że DSS jest wrażliwy na MIC w środowiskach zawierających SRB, bakterie redukujące żelazo (IRB) itp. 21. Bakterie te powodują miejscowe wżery na powierzchniach DSS pod biofilmem22,23. W przeciwieństwie do DSS, MIC HDSS24 jest słabo poznane.
Pseudomonas aeruginosa to Gram-ujemna, ruchliwa bakteria w kształcie pałeczki, szeroko rozpowszechniona w przyrodzie25. Pseudomonas aeruginosa jest również główną grupą drobnoustrojów w środowisku morskim, powodując MIC dla stali. Pseudomonas jest ściśle zaangażowany w procesy korozji i jest uznawany za pioniera kolonizacji podczas tworzenia biofilmu. Mahat i in.28 oraz Yuan i in.29 wykazano, że Pseudomonas aeruginosa ma tendencję do zwiększania szybkości korozji stali miękkiej i stopów w środowisku wodnym.
Głównym celem tej pracy było zbadanie właściwości MIC 2707 HDSS wywołanych przez morską bakterię tlenową Pseudomonas aeruginosa przy użyciu metod elektrochemicznych, technik analizy powierzchni i analizy produktów korozji. Badania elektrochemiczne, w tym potencjał obwodu otwartego (OCP), liniowa rezystancja polaryzacji (LPR), elektrochemiczna spektroskopia impedancyjna (EIS) i dynamiczna polaryzacja potencjału zostały przeprowadzone w celu zbadania zachowania MIC 2707 HDSS. Wykonano analizę trometryczną (EDS) w celu znalezienia pierwiastków chemicznych na skorodowanej powierzchni. Ponadto analizę rentgenowską spektroskopią fotoelektronową (XPS) wykorzystano do określenia stabilności pasywacji warstwy tlenkowej pod wpływem środowiska morskiego zawierającego Pseudomonas aeruginosa. Głębokość wżeru została zmierzona pod konfokalnym laserowym mikroskopem skaningowym (CLSM).
Tabela 1 zawiera skład chemiczny 2707 HDSS. Tabela 2 pokazuje, że 2707 HDSS ma doskonałe właściwości mechaniczne z granicą plastyczności 650 MPa. Rysunek 1 przedstawia optyczną mikrostrukturę poddanego obróbce cieplnej 2707 HDSS. Wydłużone pasma faz austenitu i ferrytu bez faz wtórnych można zobaczyć w mikrostrukturze zawierającej około 50% faz austenitu i 50% faz ferrytu.
Rycina 2a przedstawia dane dotyczące potencjału obwodu otwartego (Eocp) w funkcji czasu ekspozycji dla 2707 HDSS w pożywce abiotycznej 2216E i bulionie P. aeruginosa przez 14 dni w temperaturze 37°C. Pokazuje, że największa i znacząca zmiana Eocp zachodzi w ciągu pierwszych 24 godzin. Wartości Eocp w obu przypadkach osiągnęły szczyt przy -145 mV (w porównaniu z SCE) około 16 godzin, a następnie gwałtownie spadły, osiągając -477 mV ( vs. SCE) i -236 mV (vs. SCE) odpowiednio dla próbki abiotycznej i P).Pseudomonas aeruginosa. Po 24 godzinach wartość Eocp 2707 HDSS dla P. aeruginosa była stosunkowo stabilna i wynosiła -228 mV (w porównaniu z SCE), podczas gdy odpowiadająca jej wartość dla próbek niebiologicznych wynosiła około -442 mV (w porównaniu z SCE). Eocp w obecności P. aeruginosa była raczej niska.
Badanie elektrochemiczne 2707 próbek HDSS w podłożu abiotycznym i bulionie Pseudomonas aeruginosa w temperaturze 37 °C:
(a) Eocp jako funkcja czasu ekspozycji, (b) krzywe polaryzacji w dniu 14, (c) Rp jako funkcja czasu ekspozycji oraz (d) icorr jako funkcja czasu ekspozycji.
Tabela 3 zawiera wartości parametrów korozji elektrochemicznej 2707 próbek HDSS wystawionych na działanie pożywki abiotycznej i pożywki inokulowanej Pseudomonas aeruginosa przez 14 dni. Styczne krzywych anodowej i katodowej ekstrapolowano, aby dojść do przecięć, uzyskując gęstość prądu korozji (icorr), potencjał korozji (Ecorr) i nachylenia Tafela (βα i βc) zgodnie ze standardowymi metodami30,31.
Jak pokazano na rycinie 2b, przesunięcie w górę krzywej P. aeruginosa spowodowało wzrost Ecorr w porównaniu z krzywą abiotyczną. Wartość icorr, która jest proporcjonalna do szybkości korozji, wzrosła do 0,328 μA cm-2 w próbce Pseudomonas aeruginosa, czterokrotnie większej niż w próbce niebiologicznej (0,087 μA cm-2).
LPR to klasyczna nieniszcząca metoda elektrochemiczna do szybkiej analizy korozji. Wykorzystano ją również do badania MIC32. Rysunek 2c przedstawia rezystancję polaryzacyjną (Rp) w funkcji czasu ekspozycji. Wyższa wartość Rp oznacza mniejszą korozję. W ciągu pierwszych 24 godzin Rp 2707 HDSS osiągnął maksymalną wartość 1955 kΩ cm2 dla próbek abiotycznych i 1429 kΩ cm2 dla Pseudomonas aerugin osa. Ryc. 2c pokazuje również, że wartość Rp gwałtownie spadała po jednym dniu, a następnie pozostawała względnie niezmieniona przez następne 13 dni. Wartość Rp próbki Pseudomonas aeruginosa wynosi około 40 kΩ cm2, co jest wartością znacznie niższą niż wartość 450 kΩ cm2 próbki niebiologicznej.
Wartość icorr jest proporcjonalna do równomiernej szybkości korozji. Jej wartość można obliczyć z następującego równania Sterna-Geary'ego:
Podążając za Zou i in.33, typowa wartość nachylenia Tafel B w tej pracy została przyjęta jako 26 mV/dec. Rysunek 2d pokazuje, że icorr niebiologicznej próbki 2707 pozostawał względnie stabilny, podczas gdy próbka P. aeruginosa ulegała znacznym wahaniom po pierwszych 24 godzinach. Wartości icorr próbek P. aeruginosa były o rząd wielkości wyższe niż niebiologicznych kontroli. Tendencja ta jest zgodna z wynikami odporności na polaryzację.
EIS to kolejna nieniszcząca technika stosowana do charakteryzowania reakcji elektrochemicznych na skorodowanych interfejsach. Widma impedancji i obliczone wartości pojemności próbek wystawionych na działanie mediów abiotycznych i roztworu Pseudomonas aeruginosa, rezystancja Rb pasywnej warstwy/biofilmu utworzonej na powierzchni próbki, rezystancja przenoszenia ładunku Rct, pojemność elektryczna podwójnej warstwy Cdl (EDL) i parametry elementu stałej fazy QCPE (CPE). Parametry te były dalej analizowane poprzez dopasowanie danych przy użyciu modelu obwodu zastępczego (EEC).
Rycina 3 przedstawia typowe wykresy Nyquista (aib) i wykresy Bode'a (a' i b') 2707 próbek HDSS w pożywce abiotycznej i bulionie P. aeruginosa dla różnych czasów inkubacji. Średnica pierścienia Nyquista zmniejsza się w obecności Pseudomonas aeruginosa. Wykres Bodego (ryc. 3b') pokazuje wzrost wielkości całkowitej impedancji. Można podać informacje o stałej czasowej relaksacji przez maksima fazy. Rysunek 4 przedstawia struktury fizyczne oparte na jednej warstwie (a) i dwuwarstwie (b) oraz odpowiadające im EEC. CPE jest wprowadzany do modelu EEC. Jego admitancja i impedancja są wyrażone w następujący sposób:
Dwa modele fizyczne i odpowiadające im równoważne obwody do dopasowania widma impedancji próbki 2707 HDSS:
gdzie Y0 to wielkość CPE, j to liczba urojona lub (-1)1/2, ω to częstotliwość kątowa, a n to wskaźnik mocy CPE mniejszy od jedności35. Odwrotność oporu przenoszenia ładunku (tj. 1/Rct) odpowiada szybkości korozji. Mniejszy Rct oznacza szybsze tempo korozji27. Po 14 dniach inkubacji Rct próbek Pseudomonas aeruginosa osiągnął 3 2 kΩ cm2, znacznie mniejsze niż 489 kΩ cm2 próbek niebiologicznych (Tabela 4).
Obrazy CLSM i obrazy SEM na rycinie 5 wyraźnie pokazują, że pokrycie biofilmu na powierzchni próbki 2707 HDSS po 7 dniach jest gęste. Jednak po 14 dniach pokrycie biofilmu było rzadkie i pojawiło się kilka martwych komórek. Tabela 5 przedstawia grubość biofilmu na próbkach 2707 HDSS po ekspozycji na P. aeruginosa przez 7 i 14 dni. Maksymalna grubość biofilmu zmieniła się z 23,4 μm po 7 dniach do 1 8,9 μm po 14 dniach. Średnia grubość biofilmu również potwierdziła ten trend. Zmniejszyła się z 22,2 ± 0,7 μm po 7 dniach do 17,8 ± 1,0 μm po 14 dniach.
(a) obraz 3-D CLSM po 7 dniach, (b) obraz 3-D CLSM po 14 dniach, (c) obraz SEM po 7 dniach i (d) obraz SEM po 14 dniach.
EDS ujawnił pierwiastki chemiczne w biofilmach i produktach korozji na próbkach wystawionych na działanie P. aeruginosa przez 14 dni. Ryc. 6 pokazuje, że zawartość C, N, O i P w biofilmach i produktach korozji jest znacznie wyższa niż w gołych metalach, ponieważ pierwiastki te są związane z biofilmami i ich metabolitami. Mikroby potrzebują tylko śladowych ilości chromu i żelaza. Wysoki poziom Cr i Fe w biofilmie i produktach korozji na powierzchni próbek wskazuje, że metalowa matryca utraciła pierwiastki z powodu korozji.
Po 14 dniach w podłożu 2216E zaobserwowano wżery zi bez P. aeruginosa. Przed inkubacją powierzchnia próbki była gładka i wolna od defektów (ryc. 7a). Po inkubacji i usunięciu biofilmu i produktów korozji najgłębsze wżery na powierzchni próbek zbadano metodą CLSM, jak pokazano na rycinie 7b i c. Na powierzchni niebiologicznych próbek kontrolnych (maksymalna głębokość wżerów 0 0,02 μm). Maksymalna głębokość wgłębienia spowodowana przez Pseudomonas aeruginosa wynosiła 0,52 μm po 7 dniach i 0,69 μm po 14 dniach, w oparciu o średnią maksymalną głębokość wgłębienia z 3 próbek (dla każdej próbki wybrano 10 maksymalnych wartości głębokości wgłębienia), które osiągnęły odpowiednio 0,42 ± 0,12 μm i 0,52 ± 0,15 μm (Tabela 5). Te wartości głębokości wgłębienia są małe, ale ważne.
(a) przed ekspozycją, (b) 14 dni w pożywce abiotycznej i (c) 14 dni w bulionie Pseudomonas aeruginosa.
Rycina 8 przedstawia widma XPS różnych powierzchni próbek, a analizowane składy chemiczne każdej powierzchni podsumowano w Tabeli 6. W Tabeli 6 procenty atomowe Fe i Cr w obecności P. aeruginosa (próbki A i B) były znacznie niższe niż w niebiologicznych próbkach kontrolnych (próbki C i D). wartości 574,4, 576,6, 578,3 i 586,8 eV, które można przypisać odpowiednio Cr, Cr2O3, CrO3 i Cr(OH)3 (ryc. 9a i b). W przypadku próbek niebiologicznych widmo na poziomie rdzenia Cr 2p zawiera dwa główne piki dla Cr (573,80 eV dla BE) i Cr2O3 (575,90 eV dla BE) na ryc. 9c i d. Najbardziej uderzającą różnicą między próbkami abiotycznymi i P. aeruginosa była obecność Cr6+ i wyższa względna frakcja Cr(OH)3 (BE 586,8 eV) pod biofilmem.
Szerokie widma XPS powierzchni próbki 2707 HDSS w dwóch pożywkach wynoszą odpowiednio 7 dni i 14 dni.
a) 7 dni narażenia na P. aeruginosa, b) 14 dni narażenia na P. aeruginosa, c) 7 dni na podłożu abiotycznym oraz d) 14 dni na podłożu abiotycznym.
HDSS wykazuje wysoki poziom odporności na korozję w większości środowisk.Kim i in.2 podał, że UNS S32707 HDSS został zdefiniowany jako wysokostopowy DSS o PREN powyżej 45. Wartość PREN próbki 2707 HDSS w tej pracy wynosiła 49. Wynika to z wysokiej zawartości chromu oraz wysokiego poziomu molibdenu i Ni, które są korzystne w środowiskach kwaśnych i bogatych w chlorki. dane eksperymentalne w tej pracy sugerują, że 2707 HDSS nie jest całkowicie odporny na MIC biofilmów P. aeruginosa.
Wyniki elektrochemiczne wykazały, że szybkość korozji 2707 HDSS w bulionie P. aeruginosa była znacznie zwiększona po 14 dniach w porównaniu z podłożem niebiologicznym. Na rycinie 2a zaobserwowano zmniejszenie Eocp zarówno w podłożu abiotycznym, jak i bulionie P. aeruginosa w ciągu pierwszych 24 godzin. Następnie biofilm zakończył pokrywanie powierzchni próbki i Eocp staje się względnie stabilny36. Jednak poziom biologicznego Eocp był znacznie wyższy niż Istnieją powody, by sądzić, że ta różnica wynika z tworzenia się biofilmu P. aeruginosa. Na ryc. 2d, w obecności P. aeruginosa, wartość icorr 2707 HDSS osiągnęła 0, 627 μA cm-2, co było o rząd wielkości wyższe niż w przypadku kontroli abiotycznej (0, 063 μA cm-2), co było zgodne z wartością Rct zmierzoną przez EIS. W ciągu pierwszych kilku dni , wartości impedancji w bulionie P. aeruginosa wzrosły z powodu przyczepiania się komórek P. aeruginosa i tworzenia biofilmów. Jednak gdy biofilm całkowicie pokrywa powierzchnię próbki, impedancja maleje. Warstwa ochronna jest atakowana jako pierwsza z powodu tworzenia biofilmów i metabolitów biofilmu. Dlatego odporność na korozję zmniejszała się z czasem, a przyczepianie się P. aeruginosa powodowało miejscową korozję. Tendencje w mediach abiotycznych były różne. Odporność na korozję nie -kontrola biologiczna była znacznie wyższa niż odpowiednia wartość próbek wystawionych na działanie bulionu P. aeruginosa. Ponadto dla próbek abiotycznych wartość Rct 2707 HDSS osiągnęła 489 kΩ cm2 w dniu 14, co stanowi 15-krotność wartości Rct (32 kΩ cm2) w obecności P. aeruginosa. Dlatego 2707 HDSS ma doskonałą odporność na korozję w sterylnym środowisku, ale nie jest odporny na MIC atak biofilmów P. aeruginosa.
Wyniki te można również zaobserwować na podstawie krzywych polaryzacji na ryc. 2b. Rozgałęzienia anodowe przypisywano tworzeniu biofilmu Pseudomonas aeruginosa i reakcjom utleniania metali. Jednocześnie reakcją katodową jest redukcja tlenu. Obecność P. aeruginosa znacznie zwiększyła gęstość prądu korozji, w przybliżeniu o rząd wielkości wyższa niż kontrola abiotyczna. Wskazuje to, że biofilm P. aeruginosa zwiększa zlokalizowaną korozję 2707 HDSS. Yuan et al29 stwierdzili, że gęstość prądu korozyjnego stopu Cu-Ni 70/30 wzrosła pod wpływem biofilmu P. aeruginosa. Może to być spowodowane biokatalizą redukcji tlenu przez biofilmy Pseudomonas aeruginosa. Ta obserwacja może również wyjaśniać MIC 2707 HDSS w tej pracy. Biofilmy tlenowe mogą również zawierać mniej tlenu pod nimi. Dlatego niepowodzenie ponownej pasywacji powierzchni metalu przez tlen może być czynnikiem przyczyniającym się do MIC w tej pracy.
Dickinsona i in.38 zasugerowali, że na szybkość reakcji chemicznych i elektrochemicznych może bezpośrednio wpływać aktywność metaboliczna bakterii osiadłych na powierzchni próbki oraz charakter produktów korozji. Jak pokazano na rycinie 5 i w tabeli 5, zarówno liczba komórek, jak i grubość biofilmu zmniejszyły się po 14 dniach. jony metali z matrycy 2707 HDSS. Jest to ograniczenie eksperymentów wsadowych.
W tej pracy biofilm P. aeruginosa promował lokalne zubożenie Cr i Fe pod biofilmem na powierzchni 2707 HDSS (ryc. 6). W tabeli 6, redukcja Fe i Cr w próbce D w porównaniu z próbką C, co wskazuje, że rozpuszczone Fe i Cr spowodowane przez biofilm P. aeruginosa utrzymywały się dłużej niż przez pierwsze 7 dni. co jest porównywalne z tym występującym w naturalnej wodzie morskiej. Obecność 17700 ppm Cl- była głównym powodem zmniejszenia Cr w 7- i 14-dniowych próbkach abiotycznych analizowanych przez XPS. W porównaniu z próbkami P. aeruginosa, rozpuszczanie Cr w próbkach abiotycznych było znacznie mniejsze ze względu na silną odporność 2707 HDSS na Cl− w środowiskach abiotycznych. w usuwaniu Cr z powierzchni stalowych przez biofilmy P. aeruginosa, jak sugerują Chen i Clayton.
Ze względu na wzrost bakterii, wartości pH podłoża przed i po hodowli wynosiły odpowiednio 7,4 i 8,2. Dlatego poniżej biofilmu P. aeruginosa korozja kwasami organicznymi raczej nie będzie czynnikiem przyczyniającym się do tej pracy ze względu na stosunkowo wysokie pH w podłożu masowym. Wartość pH niebiologicznej pożywki kontrolnej nie zmieniła się znacząco (od początkowej 7,4 do końcowej 7,5) podczas 14-dniowego okresu testowego. Wzrost pH w pożywce inokulacyjnej po dodaniu ubacja była spowodowana aktywnością metaboliczną P. aeruginosa i stwierdzono, że ma taki sam wpływ na pH przy braku pasków testowych.
Jak pokazano na rycinie 7, maksymalna głębokość wgłębienia spowodowana przez biofilm P. aeruginosa wynosiła 0,69 μm, czyli była znacznie większa niż w przypadku podłoża abiotycznego (0,02 μm). Jest to zgodne z danymi elektrochemicznymi opisanymi powyżej. Głębokość wgłębienia 0,69 μm jest ponad dziesięciokrotnie mniejsza niż wartość 9,5 μm podana dla 2205 DSS w tych samych warunkach. Dane te pokazują, że 2707 HDSS wykazuje lepszą Odporność na MIC w porównaniu do 2205 DSS. Nie powinno to dziwić, ponieważ 2707 HDSS ma wyższą zawartość chromu, zapewniając dłuższą pasywację, dzięki zrównoważonej strukturze fazowej bez szkodliwych osadów wtórnych, utrudniających P. aeruginosa depasywację i zaćmienie punktów początkowych.
Podsumowując, stwierdzono wżery MIC na powierzchni 2707 HDSS w bulionie P. aeruginosa w porównaniu z nieistotnymi wżerami w pożywkach abiotycznych. Ta praca pokazuje, że 2707 HDSS ma lepszą odporność na MIC niż 2205 DSS, ale nie jest w pełni odporny na MIC z powodu biofilmu P. aeruginosa. Odkrycia te pomagają w wyborze odpowiednich stali nierdzewnych i oszacowaniu okresu użytkowania dla środowiska morskiego.
Kupon na 2707 HDSS jest dostarczany przez School of Metallurgy of Northeastern University (NEU) w Shenyang w Chinach. Skład pierwiastkowy 2707 HDSS przedstawiono w tabeli 1, która została przeanalizowana przez dział analizy i testowania materiałów NEU. Wszystkie próbki były poddawane działaniu roztworu w temperaturze 1180°C przez 1 godzinę. 2000 papierem z węglika krzemu i dalej polerowane zawiesiną proszkową 0,05 μm Al2O3. Boki i dno są zabezpieczone obojętną farbą. Po wysuszeniu próbki przepłukano sterylną dejonizowaną wodą i sterylizowano 75% (v/v) etanolem przez 0,5 h. Następnie suszono powietrzem w świetle ultrafioletowym (UV) przez 0,5 godziny przed użyciem.
Szczep Marine Pseudomonas aeruginosa MCCC 1A00099 zakupiono w Xiamen Marine Culture Collection Center (MCCC), Chiny. Pseudomonas aeruginosa hodowano w warunkach tlenowych w 37°C w 250 ml kolbach i 500 ml elektrochemicznych szklanych kuwetach przy użyciu płynnej pożywki Marine 2216E (Qingdao Hope Biotechnology Co., Ltd., Qingdao, Chiny). Medium (g/l): 19,45 NaCl, 5,98 MgCl2, 3,24 Na2SO4, 1,8 CaCl2, 0,55 KCl, 0,16 Na2CO3, 0,08 KBr, 0,034 SrCl2, 0,08 SrBr2, 0,022 H3BO3, 0,004 NaSiO3, 0016 NH3, 0016 NH3, 0016 NaH2PO4, 5,0 pepton, 1,0 ekstrakt drożdżowy i 0,1 cytrynian żelazowy. Autoklawować w temperaturze 121°C przez 20 minut przed inokulacją. Zliczyć komórki siedzące i planktonowe za pomocą hemocytometru pod mikroskopem świetlnym przy 400-krotnym powiększeniu. Początkowe stężenie komórek planktonowych Pseudomonas aeruginosa bezpośrednio po inokulacji wynosiło około 1 06 komórek/ml.
Badania elektrochemiczne przeprowadzono w klasycznej szklanej celce trójelektrodowej o średniej objętości 500 ml. Blachę platynową oraz nasyconą elektrodę kalomelową (SCE) podłączono do reaktora poprzez kapilary Luggina wypełnione mostkami solnymi, pełniące odpowiednio rolę elektrody przeciwnej i odniesienia. pomiarów, próbki umieszczono w pożywce 2216E i utrzymywano w stałej temperaturze inkubacji (37°C) w łaźni wodnej. Dane OCP, LPR, EIS i potencjalnej dynamicznej polaryzacji mierzono za pomocą potencjostatu Autolab (Reference 600TM, Gamry Instruments, Inc., USA). EIS przeprowadzono z falą sinusoidalną w zakresie częstotliwości od 0,01 do 10 000 Hz, stosując przyłożone napięcie 5 mV w stanie ustalonym Eocp. Przed przemiataniem potencjału elektrody znajdowały się w trybie otwartego obwodu, aż do osiągnięcia stabilnej wartości wolnego potencjału korozyjnego. aeruginoza.
Próbki do analizy metalograficznej polerowano mechanicznie mokrym papierem SiC o ziarnistości 2000, a następnie polerowano zawiesiną proszkową Al2O3 0,05 μm do obserwacji optycznych. Analizę metalograficzną przeprowadzono przy użyciu mikroskopu optycznego. Próbki wytrawiono 10% wag. roztworem wodorotlenku potasu 43.
Po inkubacji próbki przemyto 3 razy roztworem soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) (pH 7,4 ± 0,2), a następnie utrwalono 2,5% (v/v) aldehydem glutarowym przez 10 godzin w celu utrwalenia biofilmów. przed suszeniem powietrzem. Na koniec powierzchnia próbki jest napylana złotą warstwą, aby zapewnić przewodnictwo do obserwacji SEM. Obrazy SEM skupiono na miejscach z najbardziej osiadłymi komórkami P. aeruginosa na powierzchni każdej próbki. Przeprowadź analizę EDS, aby znaleźć pierwiastki chemiczne. Do pomiaru głębokości wżerów zastosowano konfokalny laserowy mikroskop skaningowy Zeiss (CLSM) (LSM 710, Zeiss, Niemcy). badaną warstwę najpierw oczyszczono zgodnie z chińską normą krajową (CNS) GB/T4334.4-2000 w celu usunięcia produktów korozji i biofilmu z powierzchni badanej próbki.
Analiza rentgenowskiej spektroskopii fotoelektronów (XPS, system analizy powierzchni ESCALAB250, Thermo VG, USA) została przeprowadzona przy użyciu monochromatycznego źródła promieniowania rentgenowskiego (aluminiowa linia Kα przy energii 1500 eV i mocy 150 W) w szerokim zakresie energii wiązania 0 w warunkach standardowych –1350 eV. Widma o wysokiej rozdzielczości zarejestrowano przy użyciu energii przejścia 50 eV i wielkości kroku 0, 2 eV.
Inkubowane próbki usunięto i przepłukano delikatnie PBS (pH 7,4 ± 0,2) przez 15 s45. Aby obserwować żywotność biofilmów na próbkach, biofilmy barwiono przy użyciu zestawu LIVE/DEAD BacLight BacLight Bacterial Viability Kit (Invitrogen, Eugene, OR, USA). Zestaw zawiera dwa barwniki fluorescencyjne, zielony fluorescencyjny barwnik SYTO-9 i czerwony fluorescencyjny jodek propidyny (PI ) barwnik. W CLSM kropki z fluorescencyjną zielenią i czerwienią oznaczają odpowiednio komórki żywe i martwe. W celu wybarwienia 1 ml mieszaniny zawierającej 3 μl SYTO-9 i 3 μl roztworu PI inkubowano przez 20 minut w temperaturze pokojowej (23 oC) w ciemności. Następnie zabarwione próbki obserwowano przy dwóch długościach fali (488 nm dla żywych komórek i 559 nm dla martwych komórek) przy użyciu maszyny Nikon CLSM (C2 Plus , Nikon, Japonia). Grubość biofilmu mierzono w trybie skanowania 3-D.
Jak cytować ten artykuł: Li, H. i wsp. Korozja mikrobiologiczna stali nierdzewnej 2707 super duplex przez morską Pseudomonas aeruginosa biofilm.science.Rep.6, 20190;doi: 10.1038/srep20190 (2016).
Zanotto, F., Grassi, V., Balbo, A., Monticelli, C. & Zucchi, F. Korozja naprężeniowa stali nierdzewnej duplex LDX 2101 w roztworze chlorku w obecności tiosiarczanu.coros.science.80, 205–212 (2014).
Kim, ST, Jang, SH, Lee, IS & Park, YS Wpływ obróbki cieplnej roztworu i azotu w gazie osłonowym na odporność na korozję wżerową stali super duplex welds.coros.science.53, 1939–1947 (2011).
Shi, X., Avci, R., Geiser, M. i Lewandowski, Z. Porównawcze badanie chemiczne mikrobiologicznej i elektrochemicznie wywołanej korozji wżerowej w stali nierdzewnej 316L.coros.science.45, 2577–2595 (2003).
Luo, H., Dong, CF, Li, XG i Xiao, K. Zachowanie elektrochemiczne stali nierdzewnej duplex 2205 w roztworach alkalicznych o różnym pH w obecności chlorków.Electrochim.Journal.64, 211–220 (2012).
Little, BJ, Lee, JS & Ray, RI Wpływ morskich biofilmów na korozję: zwięzły przegląd.Electrochim.Journal.54, 2-7 (2008).