Дякуємо за відвідування Nature.com. Версія браузера, яку ви використовуєте, має обмежену підтримку CSS. Для найкращого досвіду рекомендуємо використовувати оновлений браузер (або вимкнути режим сумісності в Internet Explorer). Тим часом, щоб забезпечити постійну підтримку, ми відображатимемо сайт без стилів та JavaScript.
Мікробна корозія (МІК) є серйозною проблемою в багатьох галузях промисловості, оскільки вона може спричинити величезні економічні збитки. Супердуплексна нержавіюча сталь 2707 (2707 HDSS) використовується в морському середовищі завдяки своїй чудовій хімічній стійкості. Однак її стійкість до МІК не була експериментально продемонстрована. У цьому дослідженні досліджували поведінку МІК 2707 HDSS, спричинену морською аеробною бактерією Pseudomonas aeruginosa. Електрохімічний аналіз показав, що в присутності біоплівки Pseudomonas aeruginosa в середовищі 2216E спостерігалася позитивна зміна потенціалу корозії та збільшення щільності струму корозії. Рентгенівська фотоелектронна спектроскопія (РФЕС) показала зменшення вмісту Cr на поверхні зразка під біоплівкою. Аналіз зображень ямок показав, що біоплівка P. aeruginosa утворила максимальну глибину ямок 0,69 мкм протягом 14 днів інкубації. Хоча це невеликий показник, це свідчить про те, що 2707 HDSS не повністю стійка до МІК P. aeruginosa. біоплівки.
Дуплексні нержавіючі сталі (DSS) широко використовуються в різних галузях промисловості завдяки ідеальному поєднанню чудових механічних властивостей та корозійної стійкості1,2. Однак, локальне утворення точок корозивної корозивності все ще відбувається, і це впливає на цілісність цієї сталі3,4. DSS нестійка до мікробної корозії (MIC)5,6. Незважаючи на широкий спектр застосування DSS, все ще існують середовища, де корозійна стійкість DSS недостатня для тривалого використання. Це означає, що потрібні дорожчі матеріали з вищою корозійною стійкістю. Jeon та ін.7 виявили, що навіть супердуплексні нержавіючі сталі (SDSS) мають деякі обмеження щодо корозійної стійкості. Тому в деяких випадках потрібні супердуплексні нержавіючі сталі (HDSS) з вищою корозійною стійкістю. Це призвело до розробки високолегованих HDSS.
Корозійна стійкість DSS залежить від співвідношення альфа- та гамма-фаз, а також областей 8, 9, 10, збіднених Cr, Mo та W, що прилягають до другої фази. HDSS містить високий вміст Cr, Mo та N11, тому він має чудову корозійну стійкість та високе значення (45-50) еквівалентного числа стійкості до точкової корозивності (PREN), яке визначається як мас.% Cr + 3,3 (мас.% Mo + 0,5 мас.% W) + 16 мас.% N12. Його чудова корозійна стійкість базується на збалансованому складі, що містить приблизно 50% феритових (α) та 50% аустенітних (γ) фаз. HDSS має кращі механічні властивості та вищу стійкість, ніж звичайний DSS13. Корозійні властивості хлоридів. Покращена корозійна стійкість розширює використання HDSS у більш агресивних хлоридних середовищах, таких як морське середовище.
Мікрохімічні корозія (МІК) є серйозною проблемою в багатьох галузях промисловості, таких як нафтогазова промисловість та водопостачання14. МІК становить 20% усіх пошкоджень від корозії15. МІК – це біоелектрохімічна корозія, яку можна спостерігати в багатьох середовищах. Біоплівки, що утворюються на металевих поверхнях, змінюють електрохімічні умови, тим самим впливаючи на процес корозії. Широко поширена думка, що корозія МІК викликана біоплівками. Електрогенні мікроорганізми кородують метали, щоб отримати енергію для виживання17. Нещодавні дослідження МІК показали, що позаклітинний перенос електронів (ПЕЕ) є фактором, що обмежує швидкість МІК, індукованої електрогенними мікроорганізмами. Zhang та ін.18 продемонстрували, що електронні медіатори прискорюють перенос електронів між клітинами Desulfovibrio sessificans та нержавіючою сталлю 304, що призводить до більш серйозної атаки МІК. Enning та ін.19 та Venzlaff та ін.20 показали, що біоплівки корозійних сульфатредукуючих бактерій (SRB) можуть безпосередньо поглинати електрони з металевих підкладок, що призводить до сильної точкової корозії.
Відомо, що DSS чутливий до МІК у середовищах, що містять SRB, залізовідновлювальні бактерії (IRB) тощо.21 Ці бактерії викликають локалізоване утворення точок на поверхнях DSS під біоплівками22,23. На відміну від DSS, МІК HDSS24 погано відома.
Pseudomonas aeruginosa — це грамнегативна рухома паличкоподібна бактерія, широко поширена в природі25. Pseudomonas aeruginosa також є основною мікробною групою в морському середовищі, спричиняючи інгібіторну корозію сталі. Pseudomonas тісно пов'язана з процесами корозії та визнана піонером-колонізатором під час формування біоплівки. Mahat et al.28 та Yuan et al.29 продемонстрували, що Pseudomonas aeruginosa має тенденцію збільшувати швидкість корозії маловуглецевої сталі та сплавів у водних середовищах.
Основною метою цієї роботи було дослідження властивостей мікроінтегральної іонізації (МІК) HDSS 2707, спричиненого морською аеробною бактерією Pseudomonas aeruginosa, за допомогою електрохімічних методів, методів поверхневого аналізу та аналізу продуктів корозії. Для вивчення поведінки МІК HDSS 2707 були проведені електрохімічні дослідження, включаючи потенціал розімкнутого кола (OCP), лінійний поляризаційний опір (LPR), електрохімічну імпедансну спектроскопію (EIS) та потенціальну динамічну поляризацію. Для виявлення хімічних елементів на кородованій поверхні був проведений аналіз за допомогою енергодисперсійного спектрометра (EDS). Крім того, для визначення стабільності пасивації оксидної плівки під впливом морського середовища, що містить Pseudomonas aeruginosa, був використаний аналіз за допомогою рентгенівської фотоелектронної спектроскопії (XPS). Глибину ямки вимірювали за допомогою конфокального лазерного скануючого мікроскопа (CLSM).
У таблиці 1 наведено хімічний склад сталі 2707 HDSS. У таблиці 2 показано, що сталь 2707 HDSS має чудові механічні властивості з межею текучості 650 МПа. На рисунку 1 показано оптичну мікроструктуру сталі 2707 HDSS, обробленої методом твердого розчину. У мікроструктурі, що містить близько 50% аустеніту та 50% фериту, можна побачити видовжені смуги аустенітної та феритної фаз без вторинних фаз.
На рисунку 2a показано залежність потенціалу відкритого кола (Eocp) від часу експозиції для 2707 HDSS в абіотичному середовищі 2216E та бульйоні P. aeruginosa протягом 14 днів при 37 °C. На рисунку видно, що найбільша та значна зміна Eocp відбувається протягом перших 24 годин. Значення Eocp в обох випадках досягли піку -145 мВ (порівняно з SCE) приблизно через 16 годин, а потім різко впали, досягнувши -477 мВ (порівняно з SCE) та -236 мВ (порівняно з SCE) для абіотичного зразка та P відповідно. Купони Pseudomonas aeruginosa відповідно. Через 24 години значення Eocp 2707 HDSS для P. aeruginosa було відносно стабільним на рівні -228 мВ (порівняно з SCE), тоді як відповідне значення для небіологічних зразків становило приблизно -442 мВ (порівняно з SCE). Eocp у присутності P. aeruginosa був досить низьким.
Електрохімічне тестування 2707 зразків HDSS в абіотичному середовищі та бульйоні Pseudomonas aeruginosa при 37 °C:
(a) Eocp як функція часу експозиції, (b) криві поляризації на 14-й день, (c) Rp як функція часу експозиції та (d) icorr як функція часу експозиції.
У таблиці 3 наведено значення параметрів електрохімічної корозії 2707 зразків HDSS, що піддавалися впливу абіотичного середовища та середовища, інокульованого Pseudomonas aeruginosa, протягом 14 днів. Дотичні анодної та катодної кривих були екстрапольовані для отримання точок перетину, що дає густину струму корозії (icorr), потенціал корозії (Ecorr) та нахили Тафеля (βα та βc) згідно зі стандартними методами30,31.
Як показано на рисунку 2b, зміщення кривої P. aeruginosa вгору призвело до збільшення Ecorr порівняно з абіотичною кривою. Значення icorr, яке пропорційне швидкості корозії, збільшилося до 0,328 мкА см-2 у зразку Pseudomonas aeruginosa, що в чотири рази більше, ніж у небіологічному зразку (0,087 мкА см-2).
LPR – це класичний неруйнівний електрохімічний метод для швидкого аналізу корозії. Він також використовувався для вивчення MIC32. На рисунку 2c показано поляризаційний опір (Rp) як функцію часу експозиції. Вище значення Rp означає меншу корозію. Протягом перших 24 годин Rp 2707 HDSS досяг максимального значення 1955 кОм см2 для абіотичних зразків та 1429 кОм см2 для зразків Pseudomonas aeruginosa. На рисунку 2c також показано, що значення Rp швидко зменшилося через один день, а потім залишалося відносно незмінним протягом наступних 13 днів. Значення Rp зразка Pseudomonas aeruginosa становить близько 40 кОм см2, що значно нижче за значення 450 кОм см2 небіологічного зразка.
Значення icorr пропорційне рівномірній швидкості корозії. Його значення можна розрахувати за наступним рівнянням Штерна-Гірі:
Згідно з Zou та ін.33, типове значення нахилу Тафеля B у цій роботі було прийнято рівним 26 мВ/дек. На рисунку 2d показано, що icorr небіологічного зразка 2707 залишався відносно стабільним, тоді як зразок P. aeruginosa сильно коливався після перших 24 годин. Значення icorr зразків P. aeruginosa були на порядок вищими, ніж у небіологічних контролях. Ця тенденція узгоджується з результатами поляризаційного опору.
EIS – це ще один неруйнівний метод, що використовується для характеристики електрохімічних реакцій на кородованих поверхнях розділу. Спектри імпедансу та розраховані значення ємності зразків, що піддалися впливу абіотичного середовища та розчину Pseudomonas aeruginosa, опір Rb пасивної плівки/біоплівки, що утворилася на поверхні зразка, опір переносу заряду Rct, ємність подвійного електричного шару (EDL) Cdl та параметри елемента постійної фазової структури QCPE (CPE). Ці параметри були додатково проаналізовані шляхом апроксимації даних за допомогою моделі еквівалентної схеми (EEC).
На рисунку 3 показано типові графіки Найквіста (a та b) та графіки Боде (a' та b') 2707 зразків HDSS в абіотичному середовищі та бульйоні P. aeruginosa для різних часів інкубації. Діаметр кільця Найквіста зменшується в присутності Pseudomonas aeruginosa. Графік Боде (рис. 3b') показує збільшення величини загального імпедансу. Інформацію про константу часу релаксації можна отримати за допомогою фазових максимумів. На рисунку 4 показано фізичні структури на основі моношару (a) та бішару (b) та відповідні їм електроенергоемкі структури (ЕЕП). У модель ЕЕП введено хімічно активний пентагенний елемент (CPE). Його адмітанс та імпеданс виражаються наступним чином:
Дві фізичні моделі та відповідні еквівалентні схеми для апроксимації спектру імпедансу зразка 2707 HDSS:
де Y0 – величина CPE, j – уявне число або (-1)1/2, ω – кутова частота, а n – індекс потужності CPE менший за одиницю35. Обернена величина опору переносу заряду (тобто 1/Rct) відповідає швидкості корозії. Менший Rct означає швидшу швидкість корозії27. Після 14 днів інкубації Rct зразків Pseudomonas aeruginosa досяг 32 кОм см2, що значно менше, ніж 489 кОм см2 небіологічних зразків (Таблиця 4).
Зображення CLSM та SEM на рисунку 5 чітко показують, що покриття біоплівкою на поверхні зразка 2707 HDSS через 7 днів є щільним. Однак, через 14 днів покриття біоплівкою було розрідженим, і з'явилися деякі мертві клітини. У таблиці 5 показано товщину біоплівки на зразках 2707 HDSS після впливу P. aeruginosa протягом 7 та 14 днів. Максимальна товщина біоплівки змінилася з 23,4 мкм через 7 днів до 18,9 мкм через 14 днів. Середня товщина біоплівки також підтвердила цю тенденцію. Вона зменшилася з 22,2 ± 0,7 мкм через 7 днів до 17,8 ± 1,0 мкм через 14 днів.
(a) 3D CLSM-зображення через 7 днів, (b) 3D CLSM-зображення через 14 днів, (c) SEM-зображення через 7 днів та (d) SEM-зображення через 14 днів.
EDS виявив хімічні елементи в біоплівках та продуктах корозії на зразках, що піддавалися впливу P. aeruginosa протягом 14 днів. На рисунку 6 показано, що вміст C, N, O та P у біоплівках та продуктах корозії значно вищий, ніж у голих металах, оскільки ці елементи пов'язані з біоплівками та їх метаболітами. Мікробам потрібні лише слідові кількості хрому та заліза. Високий рівень Cr та Fe у біоплівці та продуктах корозії на поверхні зразків вказує на те, що металева матриця втратила елементи через корозію.
Через 14 днів у середовищі 2216E спостерігалося утворення точкової кори з P. aeruginosa та без неї. До інкубації поверхня зразка була гладкою та без дефектів (рис. 7a). Після інкубації та видалення біоплівки та продуктів корозії найглибші точкові кори на поверхні зразків досліджували за допомогою CLSM, як показано на рисунках 7b та c. На поверхні небіологічних контрольних зразків очевидних точкових коригувань не виявлено (максимальна глибина точкових коригувань 0,02 мкм). Максимальна глибина точкових коригувань, спричинена Pseudomonas aeruginosa, становила 0,52 мкм через 7 днів та 0,69 мкм через 14 днів, виходячи із середньої максимальної глибини точкових коригувань 3 зразків (для кожного зразка було вибрано 10 значень максимальної глибини точкових коригувань), що досягло 0,42 ± 0,12 мкм та 0,52 ± 0,15 мкм відповідно (таблиця 5). Ці значення глибини точкових коригувань невеликі, але важливі.
(a) До експозиції, (b) 14 днів в абіотичному середовищі та (c) 14 днів у бульйоні Pseudomonas aeruginosa.
На рисунку 8 показано спектри рентгенівської фотоелектронної спектроскопії (РФЕС) різних поверхонь зразків, а хімічний склад, проаналізований для кожної поверхні, зведено в таблиці 6. У таблиці 6 атомні відсотки Fe та Cr у присутності P. aeruginosa (зразки A та B) були значно нижчими, ніж у небіологічних контрольних зразках (зразки C та D). Для зразка P. aeruginosa спектральна крива ядра Cr 2p була апроксимована чотирма піковими компонентами зі значеннями енергії зв'язку (BE) 574,4, 576,6, 578,3 та 586,8 еВ, які можна віднести до Cr, Cr2O3, CrO3 та Cr(OH)3 відповідно (рис. 9a та b). Для небіологічних зразків спектр ядра Cr 2p містить два основні піки для Cr (573,80 еВ для BE) та Cr2O3 (575,90 еВ для BE) на рис. 9c та d відповідно. Найбільш вражаюча різниця між В абіотичних зразках та зразках P. aeruginosa була присутність Cr6+ та вища відносна частка Cr(OH)3 (BE 586,8 еВ) під біоплівкою.
Широкі спектри рентгенівської фотоелектронної спектроскопії (РФЕС) поверхні зразка 2707 HDSS у двох середовищах становлять 7 та 14 днів відповідно.
(a) 7 днів впливу P. aeruginosa, (b) 14 днів впливу P. aeruginosa, (c) 7 днів в абіотичному середовищі та (d) 14 днів в абіотичному середовищі.
HDSS демонструє високий рівень корозійної стійкості в більшості середовищ. Кім та ін.2 повідомили, що UNS S32707 HDSS був визначений як високолегований DSS з PREN понад 45. Значення PREN зразка 2707 HDSS у цій роботі становило 49. Це пов'язано з високим вмістом хрому та високим вмістом молібдену та нікелю, що корисно в кислих середовищах та середовищах з високим вмістом хлоридів. Крім того, добре збалансований склад та бездефектна мікроструктура корисні для структурної стабільності та корозійної стійкості. Однак, незважаючи на його чудову хімічну стійкість, експериментальні дані в цій роботі свідчать про те, що 2707 HDSS не є повністю стійким до МІК біоплівок P. aeruginosa.
Електрохімічні результати показали, що швидкість корозії 2707 HDSS у бульйоні P. aeruginosa значно збільшилася через 14 днів порівняно з небіологічним середовищем. На рисунку 2a спостерігалося зниження Eocp як в абіотичному середовищі, так і в бульйоні P. aeruginosa протягом перших 24 годин. Після цього біоплівка повністю покриває поверхню зразка, і Eocp стає відносно стабільним36. Однак рівень біологічного Eocp був набагато вищим, ніж у небіологічного Eocp. Є підстави вважати, що ця різниця зумовлена ​​утворенням біоплівки P. aeruginosa. На рис. 2d, у присутності P. aeruginosa, значення icorr 2707 HDSS досягло 0,627 мкА см-2, що на порядок вище, ніж у абіотичного контролю (0,063 мкА см-2), що відповідало значенню Rct, виміряному за допомогою EIS. Протягом перших кількох днів значення імпедансу в P. Бульйон P. aeruginosa збільшився через прикріплення клітин P. aeruginosa та утворення біоплівок. Однак, коли біоплівка повністю покриває поверхню зразка, імпеданс зменшується. Захисний шар атакується першим через утворення біоплівок та метаболітів біоплівки. Тому стійкість до корозії з часом зменшувалася, а прикріплення P. aeruginosa спричиняло локалізовану корозію. Тенденції в абіотичних середовищах були іншими. Стійкість до корозії небіологічного контролю була значно вищою, ніж відповідне значення зразків, що піддавалися впливу бульйону P. aeruginosa. Крім того, для абіотичних зразків значення Rct 2707 HDSS досягло 489 кОм см2 на 14-й день, що в 15 разів перевищувало значення Rct (32 кОм см2) у присутності P. aeruginosa. Отже, 2707 HDSS має чудову стійкість до корозії у стерильному середовищі, але не є стійким до атаки MIC біоплівками P. aeruginosa.
Ці результати також можна спостерігати на кривих поляризації на рис. 2b. Анодне розгалуження пояснюється утворенням біоплівки Pseudomonas aeruginosa та реакціями окислення металу. Водночас катодна реакція є відновленням кисню. Присутність P. aeruginosa значно збільшила щільність струму корозії, приблизно на порядок вище, ніж в абіотичному контролі. Це вказує на те, що біоплівка P. aeruginosa посилює локалізовану корозію 2707 HDSS. Юань та ін.29 виявили, що щільність струму корозії сплаву 70/30 Cu-Ni збільшується під впливом біоплівки P. aeruginosa. Це може бути пов'язано з біокаталізом відновлення кисню біоплівками Pseudomonas aeruginosa. Це спостереження також може пояснити мінімальну інгібуючу концентрацію (МІК) 2707 HDSS у цій роботі. Аеробні біоплівки також можуть містити менше кисню під собою. Отже, нездатність повторно пасивувати поверхню металу киснем може бути фактором, що сприяє МІК у цій роботі.
Дікінсон та ін.38 припустили, що швидкість хімічних та електрохімічних реакцій може безпосередньо залежати від метаболічної активності сидячих бактерій на поверхні зразка та природи продуктів корозії. Як показано на рисунку 5 та в таблиці 5, як кількість клітин, так і товщина біоплівки зменшилися через 14 днів. Це можна обґрунтовано пояснити тим, що через 14 днів більшість сидячих клітин на поверхні 2707 HDSS загинули через виснаження поживних речовин у середовищі 2216E або вивільнення токсичних іонів металів з матриці 2707 HDSS. Це є обмеженням пакетних експериментів.
У цій роботі біоплівка P. aeruginosa сприяла локальному виснаженню Cr та Fe під біоплівкою на поверхні 2707 HDSS (рис. 6). У таблиці 6 показано зниження Fe та Cr у зразку D порівняно зі зразком C, що вказує на те, що розчинені Fe та Cr, спричинені біоплівкою P. aeruginosa, зберігалися довше перших 7 днів. Середовище 2216E використовується для моделювання морського середовища. Воно містить 17700 ppm Cl-, що можна порівняти з вмістом у природній морській воді. Присутність 17700 ppm Cl- була основною причиною зниження Cr у 7- та 14-денних абіотичних зразках, проаналізованих за допомогою рентгенівської фотоелектронної спектроскопії (РФЕС). Порівняно зі зразками P. aeruginosa, розчинення Cr в абіотичних зразках було значно меншим через сильну стійкість 2707 HDSS до Cl- в абіотичних середовищах. На рисунку 9 показано присутність Cr6+ у пасиваційній плівці. Він може бути задіяний у видаленні Cr зі сталевих поверхонь за допомогою P. біоплівки aeruginosa, як це запропонували Чен та Клейтон.
Через ріст бактерій значення pH середовища до та після культивування становили 7,4 та 8,2 відповідно. Отже, нижче біоплівки P. aeruginosa корозія органічною кислотою навряд чи буде фактором, що сприяє цій роботі, через відносно високий pH у середовищі з основною масою. pH небіологічного контрольного середовища суттєво не змінився (від початкових 7,4 до кінцевих 7,5) протягом 14-денного періоду тестування. Збільшення pH у середовищі для інокуляції після інкубації було зумовлене метаболічною активністю P. aeruginosa і, як було виявлено, мало такий самий вплив на pH за відсутності тестових смужок.
Як показано на рисунку 7, максимальна глибина ямок, спричинена біоплівкою P. aeruginosa, становила 0,69 мкм, що значно більше, ніж в абіотичному середовищі (0,02 мкм). Це узгоджується з електрохімічними даними, описаними вище. Глибина ямок 0,69 мкм більш ніж у десять разів менша за значення 9,5 мкм, зазначене для 2205 DSS за тих самих умов. Ці дані показують, що 2707 HDSS демонструє кращу стійкість до MIC порівняно з 2205 DSS. Це не дивно, оскільки 2707 HDSS має вищий вміст хрому, що забезпечує тривалішу пасивацію завдяки збалансованій фазовій структурі без шкідливих вторинних осадів, що ускладнює для P. aeruginosa депасивацію та початок затемнення точок.
На завершення, на поверхні 2707 HDSS у бульйоні P. aeruginosa було виявлено точкове утворення мікробного міксу (MIC) порівняно з незначним точковим утворенням в абіотичному середовищі. Ця робота показує, що 2707 HDSS має кращу стійкість до MIC, ніж 2205 DSS, але він не є повністю імунним до MIC через біоплівку P. aeruginosa. Ці результати допомагають у виборі відповідних нержавіючих сталей та розрахунковому терміні служби для морського середовища.
Купон на сталь 2707 HDSS надано Школою металургії Північно-Східного університету (NEU) у Шеньяні, Китай. Елементний склад 2707 HDSS наведено в Таблиці 1, аналіз проводився Відділом аналізу та випробувань матеріалів NEU. Всі зразки були оброблені на розчин при температурі 1180 °C протягом 1 години. Перед корозійними випробуваннями сталь 2707 HDSS у формі монети з площею відкритої верхньої поверхні 1 см2 полірували до зернистості 2000 за допомогою паперу з карбіду кремнію та додатково полірували суспензією порошку Al2O3 з розміром шару 0,05 мкм. Бокові сторони та дно захищені інертною фарбою. Після сушіння зразки промивали стерильною деіонізованою водою та стерилізували 75% (об./об.) етанолом протягом 0,5 години. Потім їх сушили на повітрі під ультрафіолетовим (УФ) світлом протягом 0,5 години перед використанням.
Штам морської Pseudomonas aeruginosa MCCC 1A00099 був придбаний у Центрі колекції морських культур Сямень (MCCC), Китай. Pseudomonas aeruginosa вирощували аеробно при 37°C у колбах об'ємом 250 мл та електрохімічних скляних комірках об'ємом 500 мл з використанням рідкого середовища Marine 2216E (Qingdao Hope Biotechnology Co., Ltd., Циндао, Китай). Середовище (г/л): 19,45 NaCl, 5,98 MgCl2, 3,24 Na2SO4, 1,8 CaCl2, 0,55 KCl, 0,16 Na2CO3, 0,08 KBr, 0,034 SrCl2, 0,08 SrBr2, 0,022 H3BO3, 0,004 NaSiO3, 0,016 NH3, 0,016 NH3, 0,016 NaH2PO4, 5,0 пептон, 1,0 дріжджовий екстракт та 0,1 цитрату заліза. Автоклавуйте при температурі 121°C протягом 20 хвилин перед інокуляцією. Підрахуйте сидячі та планктонні клітини за допомогою гемоцитометра під світловим мікроскопом при збільшенні 400X. Початкова концентрація клітин планктонної Pseudomonas aeruginosa одразу після інокуляції становила приблизно 106 клітин/мл.
Електрохімічні випробування проводили в класичній скляній комірці з трьома електродами та об'ємом середовища 500 мл. Платиновий лист та насичений каломельний електрод (НЦЕ) були підключені до реактора через капіляри Луггіна, заповнені сольовими містками, які служили відповідно протиелектродами та електродами порівняння. Для виготовлення робочих електродів до кожного зразка прикріплювали гумований мідний дріт та покривали епоксидною смолою, залишаючи близько 1 см2 відкритої односторонньої площі поверхні для робочого електрода. Під час електрохімічних вимірювань зразки поміщали в середовище 2216E та підтримували при постійній температурі інкубації (37 °C) у водяній бані. Дані OCP, LPR, EIS та потенціальної динамічної поляризації вимірювали за допомогою потенціостата Autolab (Reference 600TM, Gamry Instruments, Inc., США). Випробування LPR реєстрували зі швидкістю сканування 0,125 мВ/с у діапазоні від -5 до 5 мВ з Eocp та частотою дискретизації 1 Гц. EIS проводили з синусоїдою в діапазоні частот від 0,01 до... 10 000 Гц з використанням прикладеної напруги 5 мВ при стаціонарному стані Eocp. Перед розгортанням потенціалу електроди перебували в режимі розімкнутого кола, доки не було досягнуто стабільного значення потенціалу вільної корозії. Потім були побудовані криві поляризації від -0,2 до 1,5 В відносно Eocp зі швидкістю розгортки 0,166 мВ/с. Кожен тест повторювали 3 рази з P. aeruginosa та без нього.
Зразки для металографічного аналізу механічно полірували вологим папером SiC зернистістю 2000, а потім додатково полірували суспензією порошку Al2O3 з зернистістю 0,05 мкм для оптичного спостереження. Металографічний аналіз проводили за допомогою оптичного мікроскопа. Зразки травили 10 мас.% розчином гідроксиду калію 43.
Після інкубації зразки тричі промивали фосфатно-сольовим буферним розчином (PBS) (pH 7,4 ± 0,2), а потім фіксували 2,5% (об./об.) глутаральдегідом протягом 10 годин для утворення біоплівок. Згодом зразки зневоднювали градуйованим серієм (50%, 60%, 70%, 80%, 90%, 95% та 100% об./об.) етанолу перед сушінням на повітрі. Нарешті, поверхню зразка покривали золотою плівкою для забезпечення провідності для спостереження за допомогою скануючої електронної мікроскопії (СЕМ). Зображення СЕМ фокусували на плямах з найбільш сидячими клітинами P. aeruginosa на поверхні кожного зразка. Проводили EDS-аналіз для виявлення хімічних елементів. Для вимірювання глибини ямок використовували конфокальний лазерний скануючий мікроскоп Zeiss (CLSM) (LSM 710, Zeiss, Німеччина). Щоб спостерігати корозійні ямки під біоплівкою, випробуваний зразок спочатку очищали відповідно до Китайського національного стандарту (CNS). GB/T4334.4-2000 для видалення продуктів корозії та біоплівки на поверхні випробуваного зразка.
Аналіз методом рентгенівської фотоелектронної спектроскопії (XPS, система аналізу поверхні ESCALAB250, Thermo VG, США) проводили з використанням монохроматичного джерела рентгенівського випромінювання (алюмінієва лінія Kα з енергією 1500 еВ та потужністю 150 Вт) у широкому діапазоні енергій зв'язку від 0 до 1350 еВ за стандартних умов. Спектри високої роздільної здатності реєстрували з енергією пропускання 50 еВ та кроком 0,2 еВ.
Інкубовані зразки видаляли та обережно промивали PBS (pH 7,4 ± 0,2) протягом 15 секунд і 45 секунд. Щоб спостерігати за життєздатністю бактерій у біоплівках на зразках, біоплівки фарбували за допомогою набору LIVE/DEAD BacLight Bacterial Viability Kit (Invitrogen, Юджин, Орегон, США). Набір містить два флуоресцентні барвники: зелений флуоресцентний барвник SYTO-9 та червоний флуоресцентний барвник йодид пропідію (PI). За CLSM точки з флуоресцентним зеленим та червоним кольорами представляють живі та мертві клітини відповідно. Для фарбування 1 мл суміші, що містить 3 мкл розчину SYTO-9 та 3 мкл розчину PI, інкубували протягом 20 хвилин при кімнатній температурі (23 °C) у темряві. Після цього забарвлені зразки спостерігали на двох довжинах хвиль (488 нм для живих клітин та 559 нм для мертвих клітин) за допомогою приладу Nikon CLSM (C2 Plus, Nikon, Японія). Товщину біоплівки вимірювали в режимі 3D-сканування.
Як цитувати цю статтю: Li, H. et al. Мікробна корозія супердуплексної нержавіючої сталі 2707 морською біоплівкою Pseudomonas aeruginosa. science. Rep. 6, 20190; doi: 10.1038/srep20190 (2016).
Zanotto, F., Grassi, V., Balbo, A., Monticelli, C. & Zucchi, F. Корозійне розтріскування під напругою дуплексної нержавіючої сталі LDX 2101 у розчині хлориду в присутності тіосульфату.coros.science.80, 205–212 (2014).
Кім, С.Т., Джанг, С.Х., Лі, І.С. та Парк, Ю.С. Вплив термічної обробки на розчин та азоту в захисному газі на стійкість зварних швів супердуплексної нержавіючої сталі до точкової корозії. coros.science.53, 1939–1947 (2011).
Ши, Х., Авчі, Р., Гейзер, М. та Левандовський, З. Порівняльне хімічне дослідження мікробної та електрохімічно індукованої точкової корозії нержавіючої сталі 316L. coros.science.45, 2577–2595 (2003).
Luo, H., Dong, CF, Li, XG та Xiao, K. Електрохімічна поведінка дуплексної нержавіючої сталі 2205 у лужних розчинах з різним pH у присутності хлориду. Electrochim.Journal.64, 211–220 (2012).
Літтл, Б. Дж., Лі, Дж. С. та Рей, Р. І. Вплив морських біоплівок на корозію: стислий огляд. Electrochim.Journal.54, 2-7 (2008).