Cảm ơn bạn đã ghé thăm Nature.com.Phiên bản trình duyệt bạn đang sử dụng có hỗ trợ CSS hạn chế.Để có trải nghiệm tốt nhất, chúng tôi khuyên bạn nên sử dụng trình duyệt cập nhật (hoặc tắt Chế độ tương thích trong Internet Explorer).Trong thời gian chờ đợi, để đảm bảo hỗ trợ liên tục, chúng tôi sẽ hiển thị trang web không có kiểu và JavaScript.
Chảy máu không kiểm soát là một trong những nguyên nhân hàng đầu gây tử vong.Đạt được khả năng cầm máu nhanh đảm bảo sự sống còn của đối tượng như sơ cứu khi chiến đấu, tai nạn giao thông, mổ giảm tử vong.Giàn giáo composite được gia cố bằng sợi nano (NFRCS) có nguồn gốc từ chế phẩm tạo màng cầm máu đơn giản (HFFC) vì một pha liên tục có thể kích hoạt và tăng cường quá trình cầm máu.Sự phát triển của NFRCS dựa trên thiết kế cánh chuồn chuồn.Cấu trúc cánh chuồn chuồn bao gồm các cánh ngang và dọc, và các màng cánh được kết nối với nhau để duy trì tính toàn vẹn của cấu trúc vi mô.HFFC phủ đều lên bề mặt sợi một lớp màng có độ dày nanomet và kết nối độ dày bông (Ct) phân bố ngẫu nhiên (pha phân tán) để tạo thành cấu trúc xốp nano.Sự kết hợp giữa pha liên tục và pha phân tán làm giảm giá thành của sản phẩm xuống hàng chục lần so với các sản phẩm có sẵn trên thị trường.NFRCS đã sửa đổi (băng vệ sinh hoặc dây đeo cổ tay) có thể được sử dụng trong nhiều ứng dụng y sinh.Các nghiên cứu in vivo đã kết luận rằng Cp NFRCS đã phát triển kích hoạt và tăng cường quá trình đông máu tại vị trí ứng dụng.NFRCS có thể điều chỉnh môi trường vi mô và hoạt động ở cấp độ tế bào do cấu trúc nano của nó dẫn đến việc chữa lành vết thương tốt hơn trong mô hình vết thương cắt bỏ.
Chảy máu không kiểm soát được trong các tình huống chiến đấu, trong phẫu thuật và cấp cứu có thể đe dọa nghiêm trọng đến tính mạng của người bị thương1.Những điều kiện này tiếp tục dẫn đến sự gia tăng tổng thể sức cản mạch máu ngoại vi, dẫn đến sốc mất máu.Các biện pháp thích hợp để kiểm soát chảy máu trong và sau phẫu thuật được coi là có khả năng đe dọa tính mạng2,3.Tổn thương mạch máu lớn dẫn đến mất máu nhiều, dẫn đến tỷ lệ tử vong ≤ 50% trong chiến đấu và 31% khi phẫu thuật1.Mất máu ồ ạt dẫn đến giảm thể tích cơ thể làm giảm cung lượng tim.Sự gia tăng sức cản toàn bộ mạch máu ngoại vi và sự suy giảm dần vi tuần hoàn dẫn đến tình trạng thiếu oxy trong các cơ quan hỗ trợ sự sống.Sốc mất máu có thể xảy ra nếu tình trạng tiếp diễn mà không được can thiệp hiệu quả1,4,5.Các biến chứng khác bao gồm sự tiến triển của hạ thân nhiệt và nhiễm toan chuyển hóa, cũng như rối loạn đông máu làm cản trở quá trình đông máu.Sốc mất máu nghiêm trọng có nguy cơ tử vong cao hơn6,7,8.Trong sốc độ III (tiến triển), truyền máu là điều cần thiết để bệnh nhân sống sót trong quá trình phẫu thuật và hậu phẫu và tử vong.Để khắc phục tất cả các tình huống đe dọa đến tính mạng ở trên, chúng tôi đã phát triển một giàn giáo tổng hợp được gia cố bằng sợi nano (NFRCS) sử dụng nồng độ polyme tối thiểu (0,5%) bằng cách sử dụng kết hợp các polyme cầm máu hòa tan trong nước.
Với việc sử dụng cốt sợi, các sản phẩm tiết kiệm chi phí có thể được phát triển.Các sợi được sắp xếp ngẫu nhiên giống như cấu trúc của cánh chuồn chuồn, được cân bằng bởi các sọc ngang và dọc trên cánh.Các tĩnh mạch ngang và dọc của cánh thông với màng cánh (Hình 1).NFRCS bao gồm Ct được gia cố như một hệ thống giàn giáo có độ bền vật lý và cơ học tốt hơn (Hình 1).Do khả năng chi trả và sự khéo léo, các bác sĩ phẫu thuật thích sử dụng thước đo sợi bông (Ct) trong quá trình phẫu thuật và băng bó. Do đó, khi xem xét nhiều lợi ích của nó, bao gồm > 90% cellulose tinh thể (giúp tăng cường hoạt động cầm máu), Ct đã được sử dụng như một hệ thống xương của NFRCS9,10. Do đó, khi xem xét nhiều lợi ích của nó, bao gồm > 90% cellulose tinh thể (giúp tăng cường hoạt động cầm máu), Ct đã được sử dụng như một hệ thống xương của NFRCS9,10. Следовательно, учитывая его многочисленные преимущества, в том числе > 90% кристаллической целлюлозы (участвует в повышении гемостатической активности), Ct использовали в качестве ск елетной системы NFRCS9,10. Do đó, với nhiều lợi ích của nó, bao gồm >90% cellulose tinh thể (liên quan đến hoạt động cầm máu tăng lên), Ct đã được sử dụng làm hệ thống khung xương NFRCS9,10.因此，考虑到它的多重益处，包括> 90% 的结晶纤维素（有助于增强止血活性），Ct 被用作NFRCS9 ,10 的骨架系统。因此，考虑到它的多重益处，包括> 90%Do đó, với nhiều lợi ích của nó, bao gồm hơn 90% cellulose tinh thể (giúp tăng cường hoạt động cầm máu), Ct đã được sử dụng làm khung cho NFRCS9,10.Ct được phủ bề ngoài (đã quan sát thấy sự hình thành màng dày nano) và được liên kết với nhau bằng chế phẩm tạo màng cầm máu (HFFC).HFFC hoạt động như một matrigel, giữ các Ct được đặt ngẫu nhiên lại với nhau.Thiết kế được phát triển truyền ứng suất trong pha phân tán (sợi gia cường).Rất khó để thu được các cấu trúc xốp nano có độ bền cơ học tốt khi sử dụng nồng độ polyme tối thiểu.Ngoài ra, không dễ để tùy chỉnh các khuôn khác nhau cho các ứng dụng y sinh khác nhau.
Hình minh họa sơ đồ thiết kế NFRCS dựa trên cấu trúc cánh chuồn chuồn (A).Hình ảnh này cho thấy sự tương đồng so sánh về cấu trúc cánh của chuồn chuồn (các đường gân dọc và giao nhau của cánh được kết nối với nhau) và một máy chụp ảnh quang học cắt ngang của Cp NFRCS (B).Biểu diễn sơ đồ của NFRCS.
NFRC được phát triển bằng cách sử dụng HFFC như một giai đoạn liên tục để giải quyết các hạn chế trên.HFFC bao gồm nhiều polyme cầm máu tạo màng khác nhau bao gồm chitosan (là polyme cầm máu chính) với methylcellulose (MC), hydroxypropyl methylcellulose (HPMC 50 cp) và rượu polyvinyl (PVA)) (125 kDa) làm polyme hỗ trợ thúc đẩy hình thành cục máu đông.sự hình thành.Việc bổ sung polyvinylpyrrolidine K30 (PVP K30) đã cải thiện khả năng hấp thụ độ ẩm của NFRCS.Polyetylen glycol 400 (PEG 400) đã được thêm vào để cải thiện liên kết ngang polyme trong hỗn hợp polyme kết dính.Ba chế phẩm cầm máu HFFC khác nhau (Cm HFFC, Ch HFFC và Cp HFFC), cụ thể là chitosan với MC (Cm), chitosan với HPMC (Ch) và chitosan với PVA (Cp), đã được áp dụng cho Ct.Các nghiên cứu đặc tính in vitro và in vivo khác nhau đã xác nhận hoạt động cầm máu và chữa lành vết thương của NFRCS.Vật liệu tổng hợp do NFRCS cung cấp có thể được sử dụng để tùy chỉnh các dạng giàn giáo khác nhau nhằm đáp ứng các nhu cầu cụ thể.
Ngoài ra, NFRCS có thể được sửa đổi dưới dạng băng quấn hoặc cuộn để che phủ toàn bộ vùng tổn thương của chi dưới và các bộ phận khác của cơ thể.Cụ thể đối với các vết thương ở chi khi chiến đấu, thiết kế NFRCS được thiết kế có thể được thay đổi thành nửa cánh tay hoặc toàn bộ chân (Hình bổ sung S11).NFRCS có thể được chế tạo thành dây đeo cổ tay bằng keo mô, có thể được sử dụng để cầm máu do vết thương nghiêm trọng ở cổ tay do tự tử.Mục tiêu chính của chúng tôi là phát triển một NFRCS với càng ít polyme càng tốt để có thể cung cấp cho một lượng lớn dân số (dưới mức nghèo khổ) và có thể được đặt trong bộ sơ cứu.Đơn giản, hiệu quả và tiết kiệm trong thiết kế, NFRCS mang lại lợi ích cho cộng đồng địa phương và có thể có tác động toàn cầu.
Chitosan (trọng lượng phân tử 80 kDa) và rau dền được mua từ Merck, Ấn Độ.Hydroxypropyl methylcellulose 50 Cp, polyethylen glycol 400 và methylcellulose được mua từ Loba Chemie Pvt.LLC, Mumbai.Rượu polyvinyl (khối lượng phân tử 125 kDa) (87-90% thủy phân) được mua từ National Chemicals, Gujarat.Polyvinylpyrrolidine K30 được mua từ Molychem, Mumbai, gạc vô trùng được mua từ Công ty TNHH Bông phẫu thuật Ramaraju, Tamil Nadu, với nước Milli Q (hệ thống lọc nước Direct-Q3, Merck, Ấn Độ) làm chất mang.
NFRCS được phát triển bằng phương pháp đông khô11,12.Tất cả các chế phẩm HFFC (Bảng 1) được điều chế bằng máy khuấy cơ học.Chuẩn bị dung dịch chitosan 0,5% sử dụng axit axetic 1% trong nước bằng cách khuấy liên tục ở tốc độ 800 vòng/phút trên máy khuấy cơ học.Khối lượng chính xác của polyme đã nạp nêu trong Bảng 1 được thêm vào dung dịch chitosan và khuấy cho đến khi thu được dung dịch polyme trong.PVP K30 và PEG 400 được thêm vào hỗn hợp thu được với lượng như trong Bảng 1, và tiếp tục khuấy cho đến khi thu được dung dịch polyme nhớt trong suốt.Bể dung dịch polyme thu được được cách âm trong 60 phút để loại bỏ bọt khí bị mắc kẹt khỏi hỗn hợp polyme.Như thể hiện trong Hình bổ sung S1(b), Ct được phân bố đều trong mỗi giếng của đĩa 6 giếng (khuôn) được bổ sung 5 ml HFFC.
Tấm sáu giếng được cách âm trong 60 phút để đạt được độ ẩm và phân phối HFFC đồng đều trong mạng Ct.Sau đó làm đông lạnh đĩa sáu giếng ở -20°C trong 8-12 giờ.Các tấm đông lạnh được đông khô trong 48 giờ để thu được các công thức NFRCS khác nhau.Quy trình tương tự được sử dụng để tạo ra các hình dạng và cấu trúc khác nhau, chẳng hạn như băng vệ sinh hoặc băng vệ sinh hình trụ hoặc bất kỳ hình dạng nào khác cho các ứng dụng khác nhau.
Chitosan (80 kDa) (3%) được cân chính xác được hòa tan trong axit axetic 1% bằng máy khuấy từ.Dung dịch chitosan thu được được bổ sung 1% PEG 400 và khuấy trong 30 phút.Đổ dung dịch thu được vào hộp đựng hình vuông hoặc hình chữ nhật và đông lạnh ở -80°C trong 12 giờ.Các mẫu đông lạnh được đông khô trong 48 giờ để thu được Cs13 xốp.
NFRCS được phát triển đã được thử nghiệm bằng phương pháp quang phổ hồng ngoại biến đổi Fourier (FTIR) (Shimadzu 8400 s FTIR, Tokyo, Japan) để xác nhận tính tương thích hóa học của chitosan với các polyme khác14,15.Phổ FTIR (độ rộng của dải phổ từ 400 đến 4000 cm-1) của tất cả các mẫu thử nghiệm thu được bằng cách thực hiện 32 lần quét.
Tỷ lệ hấp thụ máu (BAR) cho tất cả các công thức được đánh giá bằng phương pháp được mô tả bởi Chen et al.16 với những sửa đổi nhỏ.Các NFRK đã phát triển của tất cả các chế phẩm được sấy khô trong lò chân không ở 105°C qua đêm để loại bỏ dung môi còn sót lại.30 mg NFRCS (khối lượng mẫu ban đầu – W0) và 30 mg Ct (đối chứng dương tính) được đặt trong các đĩa riêng biệt có chứa hỗn hợp trộn sẵn gồm 3,8% natri xitrat.Tại các khoảng thời gian định trước, tức là 5, 10, 20, 30, 40 và 60 giây, NFRCS được lấy ra và bề mặt của chúng được làm sạch máu không được hấp thụ bằng cách đặt các mẫu lên Ct trong 30 giây.Trọng lượng cuối cùng của máu được hấp thụ bởi NFRCS 16 đã được xem xét (W1) tại mỗi thời điểm.Tính tỷ lệ phần trăm BAR bằng công thức sau:
Thời gian đông máu (BCT) được xác định theo báo cáo của Wang et al.17 .Thời gian cần thiết để máu toàn phần (máu chuột được trộn sẵn với 3,8% natri citrat) đông lại khi có mặt NFRCS được tính bằng BCT của mẫu thử nghiệm.Các thành phần NFRCS khác nhau (30 mg) được đặt trong các lọ có nắp vặn 10 ml và được ủ ở 37°C.Máu (0,5 ml) được thêm vào lọ và 0,3 ml CaCl2 0,2 ​​M được thêm vào để kích hoạt quá trình đông máu.Cuối cùng, đảo ngược lọ sau mỗi 15 giây (tối đa 180°) cho đến khi cục máu đông chắc chắn hình thành.BCT của mẫu được ước tính bằng số lần lật vails17,18.Dựa trên BCT, hai chế phẩm tối ưu từ NFRCS Cm, Ch và Cp đã được chọn cho các nghiên cứu đặc tính tiếp theo.
BCT của các chế phẩm Ch NFRCS và Cp NFRCS được xác định bằng cách triển khai phương pháp được mô tả bởi Li et al.19 .Đặt 15 x 15 mm2 Ch NFRCS, Cp NFRCS và Cs (đối chứng dương tính) vào các đĩa Petri riêng biệt (37 °C).Máu chứa 3,8% natri citrate được trộn với 0,2 M CaCl2 theo tỷ lệ thể tích 10:1 để bắt đầu quá trình đông máu.20 µl hỗn hợp máu chuột CaCl2 0,2 ​​M được phủ lên bề mặt mẫu và đặt vào đĩa Petri rỗng.Đối chứng là máu đổ vào đĩa Petri trống không có Ct.Tại các khoảng thời gian cố định là 0, 3 và 5 phút, ngừng đông máu bằng cách thêm 10 ml nước khử ion (DI) vào mẫu chứa đĩa mà không làm ảnh hưởng đến cục máu đông.Hồng cầu không đông (hồng cầu) trải qua quá trình tán huyết với sự có mặt của nước khử ion và giải phóng huyết sắc tố.Huyết sắc tố tại các thời điểm khác nhau (HA(t)) được đo ở bước sóng 540 nm (λmax hemoglobin) bằng máy đo quang phổ UV-Vis.Sự hấp thụ tuyệt đối của huyết sắc tố (AH(0)) trong 0 phút của 20 µl máu trong 10 ml nước khử ion được lấy làm tiêu chuẩn tham khảo.Sự hấp thu huyết sắc tố tương đối (RHA) của máu đông máu được tính từ tỷ lệ HA(t)/HA(0) khi sử dụng cùng một lô máu.
Sử dụng máy phân tích kết cấu (Texture Pro CT V1.3 Build 15, Brookfield, USA), các đặc tính kết dính của NFRK với mô bị tổn thương đã được xác định.Ấn một chiếc đĩa hình trụ có đáy mở vào mặt trong của da heo (không có lớp mỡ).Các mẫu (Ch NFRCS và Cp NFRCS) được đưa qua ống thông vào khuôn hình trụ để tạo độ bám dính trên da lợn.Sau 3 phút ủ ở nhiệt độ phòng (RT) (25°C.), cường độ dính của NFRCS được ghi lại với tốc độ không đổi là 0,5 mm/giây.
Tính năng chính của chất bịt kín phẫu thuật là tăng đông máu đồng thời giảm mất máu.Đông tụ không tổn thất trong NFRCS được đánh giá bằng phương pháp đã xuất bản trước đó với một số sửa đổi nhỏ 19 .Tạo ống ly tâm siêu nhỏ (2 ml) (đường kính trong 10 mm) có lỗ 8 × 5 mm2 ở một bên của ống ly tâm (đại diện cho vết thương hở).NFRCS được sử dụng để đóng lỗ và băng keo được sử dụng để bịt kín các cạnh bên ngoài.Thêm 20 µl CaCl2 0,2 ​​M vào ống vi ly tâm chứa hỗn hợp trộn sẵn natri citrat 3,8%.Sau 10 phút, các ống vi ly tâm được lấy ra khỏi các đĩa và sự gia tăng khối lượng của các đĩa được xác định do dòng máu chảy ra từ NFRK (n = 3).Mất máu Ch NFRCS và Cp NFRCS được so sánh với Cs.
Tính toàn vẹn ướt của NFRCS được xác định dựa trên phương pháp được mô tả bởi Mishra và Chaudhary21 với những sửa đổi nhỏ.Đặt NFRCS vào bình nón có dung tích 100 ml với 50 ml nước và lắc trong 60 giây mà không tạo đỉnh.Kiểm tra trực quan và ưu tiên các mẫu về tính toàn vẹn vật lý dựa trên bộ sưu tập.
Độ bền liên kết của HFFC với Ct đã được nghiên cứu bằng các phương pháp đã được công bố trước đó với những sửa đổi nhỏ.Tính toàn vẹn của lớp phủ bề mặt được đánh giá bằng cách cho NFRK tiếp xúc với sóng âm (kích thích bên ngoài) khi có nước milliQ (Ct).NFRCS Ch NFRCS và Cp NFRCS đã phát triển được đặt trong cốc chứa đầy nước và được cách âm lần lượt trong 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10 và 30 phút.Sau khi sấy khô, phần trăm chênh lệch giữa trọng lượng ban đầu và trọng lượng cuối cùng của NFRCS được sử dụng để tính phần trăm hao hụt vật liệu (HFFC).BCT trong ống nghiệm hỗ trợ thêm cho độ bền liên kết hoặc sự mất mát của vật liệu bề mặt.Hiệu quả của HFFC liên kết với Ct mang lại khả năng đông máu và lớp phủ đàn hồi trên bề mặt của Ct22.
Tính đồng nhất của NFRCS đã phát triển được xác định bằng BCT của các mẫu (30 mg) được lấy từ các vị trí chung được chọn ngẫu nhiên của NFRCS.Thực hiện theo quy trình BCT đã đề cập trước đó để xác định việc tuân thủ NFRCS.Khoảng cách gần giữa tất cả năm mẫu đảm bảo độ che phủ bề mặt đồng nhất và sự lắng đọng HFFC trong lưới Ct.
Vùng tiếp xúc với máu danh nghĩa (NBCA) đã được xác định như báo cáo trước đây với một số sửa đổi.Làm đông máu bằng cách kẹp 20 µl máu giữa hai bề mặt của Ct, Ch NFRCS, Cp NFRCS và Cs.Sau 1 giờ, hai phần của stent được tách ra và đo diện tích cục máu đông bằng tay.Giá trị trung bình của ba lần lặp lại được coi là NBCA NFRCS19.
Phân tích hấp thụ hơi động (DVS) được sử dụng để đánh giá hiệu quả của NFRCS trong việc hấp thụ nước từ môi trường bên ngoài hoặc từ vị trí tổn thương chịu trách nhiệm bắt đầu quá trình đông máu.DVS đánh giá hoặc ghi lại sự hấp thụ và mất hơi trong mẫu theo trọng lượng bằng cách sử dụng cân siêu nhạy với độ phân giải khối lượng ±0,1 µg.Áp suất hơi riêng phần (độ ẩm tương đối) được tạo ra bởi bộ điều khiển lưu lượng khối điện tử xung quanh mẫu bằng cách trộn khí mang bão hòa và khô. Theo hướng dẫn của Dược điển Châu Âu, dựa trên tỷ lệ phần trăm độ ẩm mà các mẫu hấp thụ, các mẫu được phân loại thành 4 loại (0–0,012% w/w− không hút ẩm, 0,2–2% w/w hút ẩm nhẹ, 2–15% hút ẩm vừa phải và > 15% rất hút ẩm)23. Theo hướng dẫn của Dược điển Châu Âu, dựa trên tỷ lệ phần trăm độ ẩm mà các mẫu hấp thụ, các mẫu được phân loại thành 4 loại (0–0,012% w/w− không hút ẩm, 0,2–2% w/w hút ẩm nhẹ, 2–15 % hút ẩm vừa phải và > 15% rất hút ẩm)23.Theo các khuyến nghị của Dược điển Châu Âu, tùy thuộc vào tỷ lệ phần trăm độ ẩm của các mẫu, các mẫu được chia thành 4 loại (0–0,012% w/w – không hút ẩm, 0,2–2% w/w hút ẩm nhẹ, 2–15 %).% умеренно гигроскопичен и > 15% очень гигроскопичен)23. % hút ẩm vừa phải và > 15% rất hút ẩm)23.根据欧洲药典指南，根据样品吸收水分的百分比，样品分为4 类（0-0,012% w/w- 非吸湿性、0,2-2% w /w 轻微吸湿性、2-15 % 适度吸湿，> 15% 非常吸湿）23。根据欧洲药典指南，根据吸收水分的百分比样品分为分为类（（0-0,012% W/w-吸湿性、、、、0.2-2%W/w轻微、2-15%适度吸湿，>15%非常吸湿）23。Theo khuyến nghị của Dược điển Châu Âu, các mẫu được chia thành 4 loại tùy thuộc vào phần trăm độ ẩm mà mẫu hấp thụ (0-0,012% theo trọng lượng – không hút ẩm, 0,2-2% theo trọng lượng hút ẩm nhẹ, 2-15% theo trọng lượng).% умеренно гигроскопичен, > 15 % очень гигроскопичен) 23. % hút ẩm trung bình, > 15% hút ẩm rất nhiều) 23.Hiệu suất hút ẩm của NFCS X NFCS và TsN NFCS được xác định trên máy phân tích DVS TA TGA Q5000 SA.Trong quá trình này, thời gian chạy, độ ẩm tương đối (RH) và trọng lượng mẫu thời gian thực ở 25°C24 đã thu được.Độ ẩm được tính bằng phân tích khối lượng NFRCS chính xác bằng phương trình sau:
MC là độ ẩm NFRCS.m1 – trọng lượng khô của NSAID.m2 là khối lượng NFRCS thời gian thực tại một RH nhất định.
Tổng diện tích bề mặt được ước tính bằng thí nghiệm hấp phụ nitơ với nitơ lỏng sau khi làm rỗng mẫu ở 25 ° C trong 10 giờ (<7 × 10–3 Torr). Tổng diện tích bề mặt được ước tính bằng thí nghiệm hấp phụ nitơ với nitơ lỏng sau khi làm rỗng mẫu ở 25 ° C trong 10 giờ (<7 × 10–3 Torr). Общая площадь поверхности оценивалась с помощью эксперимента по адсорбции азота жидким азотом после опорожнения образцов при 25 °С в течение 10 ч (< 7 × 10–3 Торр). Tổng diện tích bề mặt được ước tính bằng thí nghiệm hấp phụ nitơ với nitơ lỏng sau khi các mẫu được làm trống ở 25°C trong 10 giờ (< 7 × 10–3 Torr).Nhiệt độ tối đa 25°C 10 小时（< 7 × 10-3 Torrkhoảng 25°C Общая площадь поверхности оценивалась с использованием экспериментов по адсорбции азота Nhiệt độ bảo quản ở nhiệt độ 10 độ C ở nhiệt độ 25°C (< 7 × 10-3 торр). Tổng diện tích bề mặt được ước tính bằng cách sử dụng các thí nghiệm hấp phụ nitơ với nitơ lỏng sau khi các mẫu được làm trống trong 10 giờ ở 25°C (< 7 x 10-3 torr).Tổng diện tích bề mặt, thể tích lỗ rỗng và kích thước lỗ rỗng NFRCS được xác định bằng Quantachrom từ NOVA 1000e, Áo bằng phần mềm RS 232.
Chuẩn bị 5% hồng cầu (nước muối làm chất pha loãng) từ máu toàn phần.Sau đó chuyển một lượng nhỏ HFFC (0,25 ml) vào đĩa 96 giếng và 5% khối lượng hồng cầu (0,1 ml).Ủ hỗn hợp ở 37°C trong 40 phút.Hỗn hợp hồng cầu và huyết thanh được coi là đối chứng dương tính, và hỗn hợp nước muối và hồng cầu là đối chứng âm tính.Quá trình ngưng kết hồng cầu được xác định theo thang Stajitzky.Các quy mô được đề xuất như sau: + + + + cốt liệu dạng hạt dày đặc;+ + + miếng đệm đáy trơn với các cạnh cong;+ + miếng lót đáy trơn rách mép;+ Các vòng hẹp màu đỏ xung quanh các cạnh của miếng đệm nhẵn;– (âm tính) nút màu đỏ rời rạc 12 ở giữa giếng phía dưới.
Khả năng tương hợp máu của NFRCS được nghiên cứu theo phương pháp của Tổ chức Tiêu chuẩn hóa Quốc tế (ISO) (ISO10993-4, 1999)26,27.Phương pháp trọng lượng được mô tả bởi Singh et al.Các sửa đổi nhỏ đã được thực hiện để đánh giá sự hình thành huyết khối khi có mặt hoặc trên bề mặt của NFRCS.500 mg Cs, Ch NFRCS và Cp NFRCS được ủ trong dung dịch muối đệm phốt phát (PBS) trong 24 giờ ở 37°C.Sau 24 giờ, PBS đã được loại bỏ và NFRCS được điều trị bằng 2 ml máu chứa 3,8% natri citrat.Trên bề mặt của NFRCS, thêm 0,04 ml CaCl2 0,1 M vào các mẫu đã ủ.Sau 45 phút, thêm 5 ml nước cất để ngừng đông tụ.Máu đông trên bề mặt NFRK được xử lý bằng dung dịch formaldehyde 36-38%.Các cục đông được cố định bằng formaldehyde được làm khô và cân.Tỷ lệ phần trăm huyết khối được ước tính bằng cách tính trọng lượng của cốc không có máu và mẫu (đối chứng âm tính) và cốc có máu (đối chứng dương tính).
Như một xác nhận ban đầu, các mẫu được hiển thị dưới kính hiển vi quang học để hiểu khả năng của lớp phủ bề mặt HFFC, Ct liên kết với nhau và mạng Ct để hình thành lỗ chân lông.Các phần mỏng của Ch và Cp từ NFRCS được cắt bằng lưỡi dao mổ.Phần kết quả được đặt trên một phiến kính, được phủ một lớp phủ và các cạnh được cố định bằng keo.Các tiêu bản đã chuẩn bị được xem dưới kính hiển vi quang học và các bức ảnh được chụp ở các độ phóng đại khác nhau.
Sự lắng đọng polymer trong mạng Ct được hiển thị bằng kính hiển vi huỳnh quang dựa trên phương pháp được mô tả bởi Rice et al.29. Chế phẩm HFFC được sử dụng cho công thức này được trộn với thuốc nhuộm huỳnh quang (rau dền) và NFRCS (Ch & Cp) được điều chế theo phương pháp đã đề cập trước đây. Chế phẩm HFFC được sử dụng cho công thức này được trộn với thuốc nhuộm huỳnh quang (rau dền) và NFRCS (Ch & Cp) được điều chế theo phương pháp đã đề cập trước đây.Chế phẩm HFFC được sử dụng để xây dựng công thức được trộn với thuốc nhuộm huỳnh quang (rau dền) và NFRCS (Ch và Cp) thu được theo phương pháp đã đề cập trước đó.将用于配方的HFFC 组合物与荧光染料（苋菜）混合，并按照前面提到的方法制备NFRCS（Ch & Cp）。将用于配方的HFFC 组合物与荧光染料（苋菜）混合，并按照前面提到的方法制备NFRCS（Ch & Cp）。Chế phẩm HFFC được sử dụng trong công thức được trộn với thuốc nhuộm huỳnh quang (Amaranth) và nhận được NFRCS (Ch và Cp), như đã đề cập trước đó.Các phần mỏng của NFRK được cắt từ các mẫu thu được, đặt trên các phiến kính và được phủ bằng các phiến che.Quan sát các tiêu bản đã chuẩn bị dưới kính hiển vi huỳnh quang sử dụng kính lọc màu lục (310-380 nm).Hình ảnh được chụp ở độ phóng đại gấp 4 lần để hiểu mối quan hệ của Ct và sự lắng đọng polymer dư thừa trong mạng Ct.
Địa hình bề mặt của NFRCS Ch và Cp được xác định bằng kính hiển vi lực nguyên tử (AFM) với công cụ đúc hẫng TESP siêu sắc nét ở chế độ khai thác: 42 N/m, 320 kHz, ROC 2-5 nm, Bruker, Đài Loan.Độ nhám bề mặt được xác định bằng bình phương trung bình gốc (RMS) bằng phần mềm (Bộ xử lý hình ảnh thăm dò quét).Các vị trí NFRCS khác nhau đã được hiển thị trên hình ảnh 3D để kiểm tra tính đồng nhất của bề mặt.Độ lệch chuẩn của điểm cho một khu vực nhất định được định nghĩa là độ nhám bề mặt.Phương trình RMS được sử dụng để định lượng độ nhám bề mặt của NFRCS31.
Các nghiên cứu dựa trên FESEM đã được thực hiện bằng FESEM, SU8000, HI-0876-0003, Hitachi, Tokyo, để hiểu hình thái bề mặt của Ch NFRCS và Cp NFRCS, cho thấy BCT tốt hơn Cm NFRCS.Nghiên cứu FESEM được thực hiện theo phương pháp được mô tả bởi Zhao et al.32 với những sửa đổi nhỏ.NFRCS 20 đến 30 mg Ch NFRCS và Cp NFRCS được trộn sẵn với 20µl natri citrat 3,8% được trộn sẵn với máu chuột.20 μl CaCl2 0,2 ​​M đã được thêm vào các mẫu được xử lý bằng máu để bắt đầu quá trình đông máu và các mẫu được ủ ở nhiệt độ phòng trong 10 phút.Ngoài ra, hồng cầu dư thừa đã được loại bỏ khỏi bề mặt NFRCS bằng cách rửa bằng nước muối.
Các mẫu tiếp theo được xử lý bằng glutaraldehyde 0,1% và sau đó sấy khô trong lò sấy không khí nóng ở 37°C để loại bỏ độ ẩm.Các mẫu khô được phủ và phân tích 32 .Các hình ảnh khác thu được trong quá trình phân tích là sự hình thành cục máu đông trên bề mặt của từng sợi bông, sự lắng đọng polyme giữa Ct, hình thái (hình dạng) hồng cầu, tính nguyên vẹn của cục máu đông và hình thái hồng cầu khi có NFRCS.Các khu vực NFRCS không được xử lý và các khu vực NFRCS được xử lý Ch và Cp được ủ bằng máu được quét để tìm các ion nguyên tố (natri, kali, nitơ, canxi, magiê, kẽm, đồng và selen)33.So sánh tỷ lệ phần trăm ion nguyên tố giữa các mẫu đã xử lý và chưa xử lý để hiểu được sự tích tụ ion nguyên tố trong quá trình hình thành cục máu đông và tính đồng nhất của cục máu đông.
Độ dày của lớp phủ bề mặt Cp HFFC trên bề mặt Ct được xác định bằng FESEM.Các mặt cắt ngang của Cp NFRCS đã được cắt khỏi khung và được tráng phủ.Các mẫu lớp phủ phún xạ thu được đã được FESEM quan sát và độ dày của lớp phủ bề mặt được đo 34 , 35 , 36 .
X-quang micro-CT cung cấp hình ảnh không phá hủy 3D có độ phân giải cao và cho phép bạn nghiên cứu sự sắp xếp cấu trúc bên trong của NFRK.Micro-CT sử dụng chùm tia X đi qua mẫu để ghi lại hệ số suy giảm tuyến tính cục bộ của tia X trong mẫu, giúp thu được thông tin hình thái học.Vị trí bên trong của Ct trong Cp NFRCS và Cp NFRCS được xử lý bằng máu đã được kiểm tra bằng micro-CT để hiểu hiệu quả hấp thụ và đông máu khi có mặt NFRCS37,38,39.Cấu trúc 3D của các mẫu Cp NFRCS được xử lý máu và chưa xử lý được tái tạo bằng micro-CT (V|tome|x S240, Phoenix, Đức).Sử dụng phần mềm VG STUDIO-MAX phiên bản 2.2, một số hình ảnh X-quang được chụp từ các góc khác nhau (lý tưởng là phạm vi phủ sóng 360°) để phát triển hình ảnh 3D cho NFRCS.Dữ liệu phép chiếu đã thu thập được tái cấu trúc thành hình ảnh thể tích 3D bằng phần mềm Học thuật 3D ScanIP đơn giản tương ứng.
Ngoài ra, để hiểu được sự phân bố của cục máu đông, 20 µl máu citrate trộn sẵn và 20 µl CaCl2 0,2 ​​M đã được thêm vào NFRCS để bắt đầu quá trình đông máu.Các mẫu đã chuẩn bị được để cứng lại.Bề mặt NFRK được xử lý bằng 0,5% glutaraldehyde và sấy khô trong lò sấy không khí nóng ở 30–40°C trong 30 phút.Cục máu đông hình thành trên NFRCS được quét, tái tạo và hiển thị hình ảnh 3D của cục máu đông.
Các xét nghiệm kháng khuẩn đã được thực hiện trên Cp NFRCS (tốt nhất so với Ch NFRCS) bằng phương pháp được mô tả trước đây với các sửa đổi nhỏ.Hoạt tính kháng khuẩn của Cp NFRCS và Cp HFFC được xác định bằng cách sử dụng ba vi sinh vật thử nghiệm khác nhau [S.aureus (vi khuẩn gram dương), E.coli (vi khuẩn gram âm) và Candida trắng (C.albicans)] phát triển trên thạch trong đĩa Petri trong tủ ấm.Cấy đều 50 ml huyền phù nuôi cấy vi khuẩn đã pha loãng ở nồng độ 105-106 CFU ml-1 lên môi trường thạch.Đổ môi trường vào đĩa Petri và để cho nó đông lại.Các giếng được tạo trên bề mặt đĩa thạch để lấp đầy HFFC (3 giếng cho HFFC và 1 giếng đối chứng âm tính).Thêm 200 µl HFFC vào 3 giếng và 200 µl pH 7.4 PBS vào giếng thứ 4.Ở phía bên kia của đĩa petri, đặt một đĩa NFRCS 12 mm Cp trên thạch đông đặc và làm ẩm bằng PBS (pH 7.4).Ciprofloxacin, ampicillin và fluconazole được coi là chất chuẩn đối chiếu với Staphylococcus aureus, Escherichia coli và Candida albicans.Đo vùng ức chế theo cách thủ công và chụp ảnh kỹ thuật số của vùng ức chế.
Sau khi được sự chấp thuận về mặt đạo đức của thể chế, nghiên cứu được thực hiện tại Trường Cao đẳng Giáo dục và Nghiên cứu Y khoa Kasturba ở Manipal, Karnataka, miền nam Ấn Độ.Giao thức thử nghiệm TEG trong ống nghiệm đã được xem xét và phê duyệt bởi Ủy ban Đạo đức Thể chế của Trường Cao đẳng Y tế Kasturba, Manipal, Karnataka (IEC: 674/2020).Đối tượng được tuyển chọn từ những người hiến máu tình nguyện (tuổi từ 18 đến 55) từ ngân hàng máu của bệnh viện.Ngoài ra, một mẫu đơn đồng ý có hiểu biết đã được lấy từ các tình nguyện viên để lấy mẫu máu.TEG bản địa (N-TEG) ​​được sử dụng để nghiên cứu ảnh hưởng của công thức Cp HFFC đối với máu toàn phần được trộn sẵn với natri citrat.N-TEG được công nhận rộng rãi vì vai trò của nó trong hồi sức tại chỗ, điều này gây ra vấn đề cho các bác sĩ lâm sàng do khả năng làm chậm trễ đáng kể kết quả lâm sàng (xét nghiệm đông máu thông thường).Phân tích N-TEG được thực hiện bằng máu toàn phần.Sự đồng ý có hiểu biết và lịch sử y tế chi tiết được lấy từ tất cả những người tham gia.Nghiên cứu không bao gồm những người tham gia bị biến chứng cầm máu hoặc huyết khối chẳng hạn như mang thai/sau sinh hoặc bệnh gan.Các đối tượng dùng thuốc ảnh hưởng đến dòng thác đông máu cũng bị loại khỏi nghiên cứu.Các xét nghiệm cơ bản trong phòng thí nghiệm (hemoglobin, thời gian prothrombin, thromboplastin hoạt hóa và số lượng tiểu cầu) đã được thực hiện trên tất cả những người tham gia theo quy trình tiêu chuẩn.N-TEG xác định độ nhớt đàn hồi của cục máu đông, cấu trúc cục máu đông ban đầu, tương tác hạt, tăng cường cục máu đông và ly giải cục máu đông.Phân tích N-TEG cung cấp dữ liệu đồ họa và số về tác động chung của một số phần tử tế bào và plasma.Phân tích N-TEG được thực hiện trên hai thể tích Cp HFFC khác nhau (10 µl và 50 µl).Kết quả là, 1 ml máu toàn phần có axit citric đã được thêm vào 10 μl Cp HFFC.Thêm 1 ml (Cp HFFC + máu citrate), 340 µl máu hỗn hợp vào 20 µl CaCl2 0,2 ​​M có chứa đĩa TEG.Sau đó, các đĩa TEG được đưa vào máy TEG® 5000, US để đo R, K, góc alpha, MA, G, CI, TPI, EPL, LY 30% mẫu máu có mặt Cp HFFC41.
Quy trình nghiên cứu in vivo đã được xem xét và phê duyệt bởi Ủy ban Đạo đức Động vật Thể chế (IAEC), Trường Y khoa Kasturba, Viện Giáo dục Đại học Manipal, Manipal (IAEC/KMC/69/2020).Tất cả các thí nghiệm trên động vật được thực hiện theo các khuyến nghị của Ủy ban Kiểm soát và Giám sát Thử nghiệm trên Động vật (CPCSEA).Tất cả các nghiên cứu NFRCS in vivo (2 × 2 cm2) được thực hiện trên chuột Wistar cái (nặng từ 200 đến 250 g).Tất cả các động vật được thích nghi ở nhiệt độ 24-26°C, các động vật được tự do tiếp cận thức ăn và nước uống tiêu chuẩn.Tất cả các con vật được chia ngẫu nhiên thành các nhóm khác nhau, mỗi nhóm bao gồm ba con vật.Tất cả các nghiên cứu được thực hiện theo Nghiên cứu trên động vật: Báo cáo về các thí nghiệm In Vivo 43 .Trước khi nghiên cứu, các động vật đã được gây mê bằng cách tiêm vào màng bụng (ip) hỗn hợp gồm 20-50 mg ketamine (trên 1 kg trọng lượng cơ thể) và 2-10 mg xylazine (trên 1 kg trọng lượng cơ thể).Sau khi nghiên cứu, thể tích chảy ra được tính bằng cách đánh giá sự chênh lệch giữa khối lượng ban đầu và cuối cùng của các mẫu, giá trị trung bình thu được từ 3 lần kiểm tra được lấy làm thể tích chảy ra của mẫu.
Mô hình cắt cụt đuôi chuột được triển khai để hiểu tiềm năng của NFRCS trong việc điều chỉnh chảy máu trong chấn thương, chiến đấu hoặc tai nạn giao thông (mô hình chấn thương).Cắt 50% đuôi bằng lưỡi dao mổ và đặt trong không khí trong 15 giây để đảm bảo máu chảy bình thường.Ngoài ra, các mẫu thử nghiệm được đặt trên đuôi chuột bằng cách tạo áp lực (Ct, Cs, Ch NFRCS và Cp NFRCS).Chảy máu và PCT đã được báo cáo cho các mẫu thử nghiệm (n = 3)17,45.
Hiệu quả của việc kiểm soát áp suất NFRCS trong chiến đấu đã được nghiên cứu trên mô hình động mạch đùi nông.Động mạch đùi bị lộ ra, được chọc bằng trocar 24G và cầm máu trong vòng 15 giây.Sau khi quan sát thấy chảy máu không kiểm soát được, mẫu thử nghiệm được đặt tại vị trí đâm thủng với áp suất được áp dụng.Ngay sau khi cho mẫu thử vào, thời gian đông máu được ghi lại và quan sát hiệu quả cầm máu trong 5 phút tiếp theo.Quy trình tương tự được lặp lại với Cs và Ct46.
Dowling et al.47 đã đề xuất một mô hình tổn thương gan để đánh giá khả năng cầm máu của các vật liệu cầm máu trong bối cảnh chảy máu trong phẫu thuật.BCT đã được ghi lại cho các mẫu Ct (kiểm soát âm tính), khung Cs (kiểm soát dương tính), mẫu Ch NFRCS và mẫu Cp NFRCS.Các tĩnh mạch chủ trên gan của chuột đã được phơi bày bằng cách thực hiện phẫu thuật mở bụng giữa.Sau đó, phần xa của thùy trái được cắt ra bằng kéo.Rạch một đường trên gan bằng lưỡi dao mổ và để máu chảy trong vài giây.Các mẫu thử nghiệm Ch NFRCS và Cp NFRCS được cân chính xác được đặt trên bề mặt bị hư hỏng mà không có bất kỳ áp suất dương nào và BCT đã được ghi lại.Nhóm kiểm soát (Ct) sau đó áp dụng áp lực tiếp theo là Cs 30 s47 mà không phá vỡ thương tích.
Các thử nghiệm chữa lành vết thương in vivo đã được thực hiện bằng cách sử dụng mô hình vết thương cắt bỏ để đánh giá các đặc tính chữa lành vết thương của các NFRCS dựa trên polyme đã phát triển.Các mô hình vết thương cắt bỏ đã được lựa chọn và thực hiện theo các phương pháp đã được công bố trước đó với những sửa đổi nhỏ19,32,48.Tất cả các động vật đã được gây mê như mô tả trước đây.Sử dụng mũi bấm sinh thiết (12 mm) để rạch một đường tròn sâu trên da lưng.Các vị trí vết thương đã chuẩn bị được băng bó bằng Cs (kiểm soát tích cực), Ct (nhận ra rằng miếng bông cản trở quá trình lành vết thương), Ch NFRCS và Cp NFRCS (nhóm thử nghiệm) và kiểm soát âm tính mà không cần điều trị.Vào mỗi ngày nghiên cứu, diện tích vết thương được đo ở tất cả chuột.Sử dụng máy ảnh kỹ thuật số để chụp ảnh khu vực vết thương và băng bó vết thương mới.Tỷ lệ đóng vết thương được đo bằng công thức sau:
Dựa trên tỷ lệ phần trăm vết thương liền lại vào ngày thứ 12 của nghiên cứu, da chuột của nhóm tốt nhất đã được cắt bỏ ((Cp NFRCS) và nhóm đối chứng) và được nghiên cứu bằng phương pháp nhuộm H&E và nhuộm ba màu của Masson. Dựa trên tỷ lệ phần trăm vết thương liền lại vào ngày thứ 12 của nghiên cứu, da chuột của nhóm tốt nhất đã được cắt bỏ ((Cp NFRCS) và nhóm đối chứng) và được nghiên cứu bằng phương pháp nhuộm H&E và nhuộm ba màu của Masson.Dựa trên tỷ lệ phần trăm vết thương liền lại vào ngày thứ 12 của nghiên cứu, da của những con chuột thuộc nhóm tốt nhất ((Cp NFRCS) và nhóm đối chứng) đã được cắt bỏ và kiểm tra bằng cách nhuộm bằng hematoxylin-eosin và Masson's trichrom.根据研究第12天的伤口闭合百分比，切除最佳组((Cp NFRCS)和对照组)的大鼠皮肤，进行H&E染色和Masson三色染色研究。根据研究第12天的伤口闭合百分比，切除最佳组((Cp NFRCS)和对照组)的大鼠皮肤，进行H&E染色和眳组）Những con chuột trong nhóm tốt nhất ((Cp NFRCS) và nhóm đối chứng) đã được cắt bỏ để nhuộm hematoxylin-eosin và nhuộm ba màu Masson dựa trên phần trăm đóng vết thương vào ngày thứ 12 của nghiên cứu.Quy trình nhuộm màu đã thực hiện được thực hiện theo các phương pháp được mô tả trước đây49,50.Tóm lại, sau khi cố định trong 10% formalin, các mẫu được khử nước bằng một loạt rượu được phân loại.Sử dụng microtome để lấy các phần mỏng (dày 5 µm) của mô đã cắt.Các phần điều khiển nối tiếp mỏng và Cp NFRCS đã được xử lý bằng hematoxylin và eosin để nghiên cứu các thay đổi mô bệnh học.Vết ba màu của Masson được sử dụng để phát hiện sự hình thành các sợi collagen.Các kết quả thu được đã được nghiên cứu một cách mù quáng bởi các nhà nghiên cứu bệnh học.
Độ ổn định của các mẫu Cp NFRCS được nghiên cứu ở nhiệt độ phòng (25°C ± 2°C/60% RH ± 5%) trong 12 tháng51.Cp NFRCS (sự đổi màu bề mặt và sự phát triển của vi sinh vật) đã được kiểm tra và thử nghiệm bằng mắt thường về khả năng chống mài mòn nếp gấp và BCT theo các phương pháp nêu trên được nêu trong phần Vật liệu và Phương pháp.
Khả năng mở rộng và khả năng tái tạo của Cp NFRCS đã được kiểm tra bằng cách chuẩn bị Cp NFRCS với kích thước 15×15 cm2.Ngoài ra, các mẫu 30 mg (n = 5) đã được cắt ra từ các phân số Cp NFRCS khác nhau và BCT của các mẫu được nghiên cứu đã được đánh giá như được mô tả trước đó trong phần Phương pháp.
Chúng tôi đã cố gắng phát triển các hình dạng và cấu trúc khác nhau bằng cách sử dụng các chế phẩm Cp NFRCS cho các ứng dụng y sinh khác nhau.Các hình dạng hoặc cấu hình như vậy bao gồm tăm bông hình nón dùng để lấy máu cam, thủ thuật nha khoa và gạc hình trụ dùng để lấy máu âm đạo.
Tất cả các bộ dữ liệu được biểu thị bằng giá trị trung bình ± độ lệch chuẩn và được ANOVA phân tích bằng Prism 5.03 (GraphPad, San Diego, CA, USA), sau đó là thử nghiệm so sánh nhiều lần của Bonferroni (* p <0,05).
Tất cả các quy trình được thực hiện trong nghiên cứu trên người đều tuân theo các tiêu chuẩn của Viện và Hội đồng Nghiên cứu Quốc gia, cũng như Tuyên bố Helsinki 1964 và các sửa đổi sau đó, hoặc các tiêu chuẩn đạo đức tương tự.Tất cả những người tham gia đã được thông báo về các tính năng của nghiên cứu và bản chất tự nguyện của nó.Dữ liệu của người tham gia vẫn được bảo mật sau khi được thu thập.Giao thức thử nghiệm TEG trong ống nghiệm đã được xem xét và phê duyệt bởi Ủy ban Đạo đức Thể chế của Trường Cao đẳng Y tế Kasturba, Manipal, Karnataka (IEC: 674/2020).Tình nguyện viên đã ký đồng ý để lấy mẫu máu.
Tất cả các quy trình được thực hiện trong nghiên cứu trên động vật đều được thực hiện theo Khoa Y Kastuba, Viện Giáo dục Đại học Manipal, Manipal (IAEC/KMC/69/2020).Tất cả các thí nghiệm trên động vật được thiết kế đều được thực hiện theo hướng dẫn của Ủy ban Kiểm soát và Giám sát Thử nghiệm trên Động vật (CPCSEA).Tất cả các tác giả đều tuân theo hướng dẫn ARRIVE.
Phổ FTIR của tất cả các NFRCS đã được phân tích và so sánh với phổ chitosan thể hiện trong Hình 2A.Các pic phổ đặc trưng của chitosan (được ghi) ở 3437 cm-1 (kéo dài OH và NH, chồng lên nhau), 2945 và 2897 cm-1 (kéo dài CH), 1660 cm-1 (chủng NH2), 1589 cm-1 (uốn cong N–H), 1157 cm-1 (kéo dài cầu O-), 1067 cm-1 (kéo dài C–O, hydroxyl thứ cấp), 993 cm-1 (s rãnh CO, Bo-OH) 52,53,54.Bảng bổ trợ S1 cho thấy các giá trị phổ hấp thụ FTIR NFRCS của chitosan (phóng viên), chitosan tinh khiết, Cm, Ch và Cp.Phổ FTIR của tất cả các NFRCS (Cm, Ch và Cp) cho thấy các dải hấp thụ đặc trưng giống như chitosan tinh khiết mà không có bất kỳ thay đổi đáng kể nào (Hình 2A).Kết quả FTIR xác nhận không có tương tác hóa học hoặc vật lý giữa các polyme được sử dụng để phát triển NFRCS, cho thấy rằng các polyme được sử dụng là trơ.
Đặc tính in vitro của Cm NFRCS, Ch NFRCS, Cp NFRCS và Cs.(A) đại diện cho phổ FTIR kết hợp của các chế phẩm chitosan và Cm NFRCS, Ch NFRCS và Cp NFRCS khi nén.(B) a) Tốc độ hấp thu máu toàn phần của NFRCS Cm, Ch, Cp và Cg (n = 3);Các mẫu Ct cho thấy BAR cao hơn vì tăm bông có hiệu quả hấp thụ cao hơn;b) Máu sau khi hút máu Hình minh họa mẫu được hút.Biểu diễn đồ họa BCT của mẫu thử nghiệm C (Cp NFRCS có BCT tốt nhất (15 s, n = 3)). Dữ liệu trong C, D, E và G được hiển thị dưới dạng trung bình ± SD và các thanh lỗi đại diện cho SD, ***p < 0,0001. Dữ liệu trong C, D, E và G được hiển thị dưới dạng trung bình ± SD và các thanh lỗi đại diện cho SD, ***p < 0,0001. Данные в C, D, E и G представлены как среднее ± стандартное отклонение, а планки погрешностей представ ляют стандартное отклонение, ***p < 0,0001. Dữ liệu trong C, D, E và G được trình bày dưới dạng giá trị trung bình ± độ lệch chuẩn và các thanh lỗi biểu thị độ lệch chuẩn, ***p<0,0001. C、D、E 和G 中的数据显示为平均值± SD，误差线代表SD，***p < 0,0001。 C、D、E 和G 中的数据显示为平均值± SD，误差线代表SD，***p < 0,0001。 Данные в C, D, E и G показаны как среднее значение ± стандартное отклонение, планки погрешностей предс тавляют стандартное отклонение, ***p < 0,0001. Dữ liệu trong C, D, E và G được hiển thị dưới dạng trung bình ± độ lệch chuẩn, các thanh lỗi biểu thị độ lệch chuẩn, ***p<0,0001.